Раневой микробиом: механизмы патогенности и межмикробные взаимодействия Pseudomonas aeruginosa и Staphylococcus aureus

Несмотря на обширный арсенал антибактериальных препаратов и разнообразие новых технологий лечения ран, с полным основанием можно утверждать, что проблема раневой инфекции не утратила своей актуальности. Как правило, у пациентов с сопутствующими заболеваниями (ожирение, диабет, сенсорные нейропатии, аутоиммунные заболевания и др.) заживление раневых дефектов пролонгируется, что делает их особенно уязвимыми к инфекциям. Раневая инфекция служит одним из решающих факторов патогенеза хронических ран, связанных с увеличением числа полирезистентных бактериальных штаммов. Двумя наиболее распространенными раневыми патогенами являются Pseudomonas aeruginosa и Staphylococcus aureus. Заживление ран опосредовано не только сложными скоординированными клеточными механизмами, но и воздействием раневого микробиома. Цель исследования – анализ механизмов патогенности и межмикробных взаимодействий P. aeruginosaи S. aureus в качестве значимого «инструмента» раневой инфекции для выявления приоритетных стратегий антимикробной терапии (комбинированные антибактериальные препараты, фаготерапия, использование антимикробных пептидов и др.). Материал и методы. Выполнен поиск и анализ научной литературы за 2018– 2025 гг. в информационных ресурсах PubMed, eLIBRARY.RU, Europe PMC, Web of Science, КиберЛенинка. Поисковые запросы включали следующие сочетания слов: для русскоязычных публикаций – хроническая раневая инфекция; биопленки в хронических ранах, патофизиологические механизмы заживления ран; для англоязычных публикаций – chronic wound infection, biofilms in chronic wounds, pathophysiological mechanisms of wound healing, chronic wound infection bacteria, acute and chronic wounds, P. aeruginosa, S. aureus, mechanisms of pathogenicity, virulent properties. Результаты и их обсуждение. В обзоре обобщены и представлены особенности инициации раневой инфекции, детерминанты вирулентности, патогенности, антибиотикорезистентности P. aeruginosa и S. aureus, стратегии иммунного уклонения и особенности межмикробных взаимодействий. Заключение. Раневые инфекции представляют собой значительную глобальную угрозу из­за высоких показателей заболеваемости и смертности. P. aeruginosa и S. аureus по­прежнему являются наиболее распространенными патогенами, вызывающими раневые инфекции и образующими смешанные биопленки, которые препятствуют их восприимчивости как к антимикробным препаратам, так и к иммунной системе хозяина. Оба типа бактерий секретируют обширный спектр факторов вирулентности, включая токсины и ферменты, способствующие их прикреплению к раневой поверхности, и подавляют иммунный ответ хозяина, что приводит к дальнейшему повреждению тканей. Более того, пространственная организация, образованная этими патогенами, может влиять на их вирулентные свойства и является ключом к пониманию бактериальных взаимодействий внутри полимикробной биопленки. В настоящее время для решения проблемы роста мультирезистентных штаммов используются комбинированные антибактериальные препараты, фаготерапия, антимикробные пептиды и др.

1. Ahmad W., Aquil Z., Alam S.S. Historical background of wound care. Hamdan Medical Journal. 2020;13(4):189–195. doi: 10.4103/HMJ.HMJ_37_20

2. Sen C.K. Human wounds and its burden: an updated compendium of estimates. Adv. Wound Care (New Rochelle). 2019;8(2):39–48. doi: 10.1089/wound.2019.0946

3. Drago F., Gariazzo L., Cioni M., Trave I., Parodi A. The microbiome and its relevance in complex wounds. Eur. J. Dermatol. 2019;29(1):6–13. doi: 10.1684/ejd.2018.3486

4. Shettigar K., Murali T.S. Virulence factors and clonal diversity of Staphylococcus aureus in colonization and wound infection with emphasis on diabetic footi nfection. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2020;39(12):2235–2246. doi: 10.1007/s10096-020-03984-8

5. Baron J.M., Glatz M., Proksch E. Optimal support of wound healing: New Insights. Dermatology. 2020;236(6):593–600. doi: 10.1159/000505291

6. Цибулевский А.Ю., Дубовая Т.К., Демьяненко И.А. Моделирование заживления ран кожи. Крым. ж. эксперим. и клин. мед. 2020;10(4):64–71. doi: 10.37279/2224-6444-2020-10-4-64-71

7. Ellis S., Lin E. J., Tartar D. Immunology of wound healing. Curr. Dermatol. Rep. 2018;7(4):350–358. doi: 10.1007/s13671-018-0234-9

8. Las Heras K., Igartua M., Santos-Vizcaino E., Hernandez R.M. Chronic wounds: Current status, available strategies and emerging therapeutic solutions. J. Control Release. 2020;328:532–550. doi: 10.1016/j.jconrel.2020.09.039

9. Bowers S., Franco E. Chronic wounds: evaluation and management. Am. Fam. Physician. 2020;101(3):159–166.

10. Sachdeva C., Satyamoorthy K., Murali T.S. Microbial interplay in skin and chronic wounds. Current Clini. Microbiol. Rep. 2022;9(3):21–31. doi: 10.1007/s40588-022-00180-4

11. Луценко А.В., Ясенявская А.Л., Самотруева М.А. Молекулярные механизмы противомикробной защитной стратегии бактериальной клетки. Рос. мед.-биол. вестн. 2025;33(1):133–144. doi: 10.17816/PAVLOVJ569343

12. Peña O.A., Martin P. Cellular and molecular mechanisms of skin wound healing. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2024;25(8):1–18. doi: 10.1038/s41580-02400715-1

13. Maheswary T., Nurul A.A., Fauzi M.B. The insights of microbes’ roles in wound healing: A comprehensive review. Pharmaceutics. 2021;13(7):981. doi: 10.3390/pharmaceutics13070981

14. di Domizio J., Belkhodja C., Chenuet P., Fries A., Murray T., Mondéjar P.M., Demaria O., Conrad C., Homey B., Werner S., Speiser D. E., Ryffel B., Gilliet M. The commensal skin microbiota triggers type I IFN-dependent innate repair responses in injured skin. Nat. Immunol. 2020;21(9):1034–1045. doi: 10.1038/s41590-020-0721-6

15. Uberoi A., Bartow-McKenney C., Zheng Q., Flowers L., Campbell A., Knight S.A.B., Chan N., Wei M., Lovins V., Bugayev J., … Grice E.A. Commensal microbiota regulates skin barrier function and repair via signaling through the aryl hydrocarbon receptor. Cell Host Microbe. 2021;29(8):1235–1248.e8. doi: 10.1016/j.chom.2021.05.011

16. Flowers L., Grice E.A. The skin microbiota: balancing risk and reward. Cell Host Microbe. 2020;28(2):190–200. doi: 10.1016/j.chom.2020.06.017

17. Yuriko F., Chua H., Phe K., Lee E.P., Brown C.A. Infectious diseases management in wound care settings: common causative organisms and frequently prescribed antibiotics. Adv. Skin Wound Care. 2022;35(10):535–543. doi: 10.1097/01.ASW.0000855744.86686.ea

18. Robert A.Q., Comstock W., Zhang T., Morton J.T., Silva R., Tran A., Aksenov A., Nothias L.F., Wangpraseurt D., Melnik A.V., … Dorrestein P.C. Niche partitioning of a pathogenic microbiome driven by chemical gradients. Sci. Adv. 2018;4(9):eaau1908. doi: 10.1126/sciadv.aau1908

19. Walter J., Maldonado-Gómez M.X., Martínez I. To engraft or not to engraft: an ecological framework for gut microbiome modulation with live microbes. Curr. Opin Biotechnol. 2018;49:129–139. doi: 10.1016/j.copbio.2017.08.008

20. Tomic-Canic M., Burgess J.L., O’ Neill K.E., Strbo N., Pastar N. Skin microbiota and its interplay with wound healing. Am. J. Clin. Dermatol. 2020;21(Suppl 1):36–43. doi: 10.1007/s40257-020-00536-w

21. Harris-Tryon T.A., Grice E.A. Microbiota and maintenance of skin barrier function. Science. 2022;376(6596):940–945. doi: 10.1126/science.abo0693

22. Cheung G.Y.C., Bae J.S., Otto M. Pathogenicity and virulence of Staphylococcus aureus. Virulence. 2021;12(1):547–569. doi: 10.1080/21505594.2021.1878688

23. Neopane P., Nepal H.P., Shrestha R., Uehara O., Abiko Y. In vitro biofilm formation by Staphylococcus aureus isolated from wounds of hospital-admitted patients and their association with antimicrobial resistance. Int. J. Gen. Med. 2018;11:25–32. doi: 10.2147/IJGM.S153268

24. Mlynarczyk-Bonikowska B., Kowalewski C., Krolak-Ulinska A., Wojciech M. Molecular mechanisms of drug resistance in Staphylococcus aureus. Int. J. Mol. Sci. 2022;23(15):8088. doi: 10.3390/ijms23158088

25. Rasmi A.H., Ahmed E.F., Darwish A.M.A., Gad G.F.M. Virulence genes distributed among Staphylococcus aureus causing wound infections and their correlation to antibiotic resistance. BMC Infect. Dis. 2022;22(1):652. doi: 10.1186/s12879-022-07624-8

26. Коваленко Т., Сиротников Д., Штанюк Е. Общая терапия инфекций хирургических ран, вызванных метициллинрезистентным золотистым стафилококком. Влияние β-лактамных антибиотиков на метициллин резистентный золотистый стафилококк. Norwegian J. Development of the Intern. Sci. 2021;(57-1):16–18.

27. Bitrus A.A., Peter O.M., Abbas M.A., Goni M.D. Staphylococcus aureus: A review of antimicrobial resistance mechanisms. Veterinary Sciences: Research and Reviews. 2018;4(2):43–54. doi: 10.17582/journal.vsrr/2018/4.2.43.54

28. Wang F.D., Wu P.F., Chen S.J. Distribution of virulence genes in bacteremic methicillin-resistant Staphylococcus aureus isolates from various sources. J. Microbiol. Immunol. Infect. 2019;52(3):426–432. doi: 10.1016/j.jmii.2019.01.001

29. Тихомиров Т.А., Дмитренко О.А., Федорова Н.И., Тихомиров А.А., Короткий Н.Г. Анализ распространенности у больных атопическим дерматитом и здоровых детей Staphylococcus aureus, несущего гены лейкотоксинов и «кластера иммунного уклонения» (IEC). Педиатрия. 2019;98(3):93–98. doi: 10.24110/0031-403X-2019-98-3-93-98

30. Reygaert W.C. Antimicrobial resistance mechanisms of Staphylococcus aureus. In: Microbial pathogens and strategies for combating them: science, technology and education. Ed. A. Nendez-Vilas. V. 1. Formatex, 2013, Badajoz. P. 297–305.

31. Буйлова И.А., Савкина М.В., Саяпина Л.В., Кривых М.А., Обухов Ю.И. Оценка современного состояния фармацевтической разработки противостафилококковых профилактических препаратов Ж. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. 2024;101(4):560–572. [In Russian]. doi: 10.36233/0372-9311-512

32. Giulieri S.G., Baines S.L., Guerillot R., Seemann T., Gonçalves da Silva A., Schultz M., Massey R.C., Holmes N.E., Stinear T.P., Howden B.P. Genomic exploration of sequential clinical isolates reveals a distinctive molecular signature of persistent Staphylococcus aureus bacteraemia. Genome Med. 2018;10(1):65. doi: 10.1186/s13073-018-0574-x

33. Tam K., Torres V.J. Staphylococcus aureus secreted toxins and extracellular enzymes. Microbiol. Spectr. 2019;7(2) doi:10.1128/microbiolspec.gpp3-00392018

34. Uberoi A., McCready-Vangi A., Grice E.A. The wound microbiota: microbial mechanisms of impaired wound healing and infection. Nat. Rev. Microbiol. 2024;22(8):1–15. doi: 10.1038/s41579-024-01035-z

35. Howden B.P., Giulieri S.G., Lung W.F.T., Baines S.L., Sharkey L.K., Lee G.Y.H., Hachani A., Monk I.R., Stinear T.P. Staphylococcus aureus host interactions and adaptation. Nat. Rev. Microbiol. 2023;21(6):380–395. doi: 10.1038/s41579-02300852-y

36. Lee J., Zilm P.S., Kidd S.P. Novel research models for Staphylococcus aureus small colony variants (SCV) development: co-pathogenesis and growth rate. Front. Microbiol. 2020;11:321. doi: 10.3389/fmicb.2020.00321

37. Tan L., Li S.R., Jiang B., Hu X.M., Li S. Therapeutic targeting of the Staphylococcus aureus accessory gene regulator (agr) system. Front. Microbiol. 2018;9:55. doi: 10.3389/fmicb.2018.00055

38. Huyen K.B.L., Gonzalez C.D., Pascreau G., Bordeau V., Cattoir V., Liu W., Bouloc P., Felden B., Chabelskaya S. A small regulatory RNA alters Staphylococcus aureus virulence by titrating RNAIII activity. Nucleic. Acids. Res. 2021;49(18):10644–10656. doi: 10.1093/nar/gkab782

39. Suligoy C.M., Lattar S.M., Noto Llana M., Gonzales C.D., Alvarez L.P., Robinson D.A., Gomez M.I., Buzzola F.R., Sordelli D.O. Mutation of Agr is associated with the adaptation of Staphylococcus aureus to the host during chronic osteomyelitis. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2018;8:18. doi: 10.3389/fcimb.2018.00018

40. Peng Q., Tang X., Dong W., Sun N., Yuan W. A review of biofilm formation of Staphylococcus aureus and its regulation mechanism. Antibiotics (Basel). 2022;12(1):12. doi: 10.3390/antibiotics12010012

41. Foster T.J. Surface proteins of Staphylococcus aureus. Microbiol. Spectr. 2019;7(4):10.1128/microbiolspec.gpp3-0046-2018.

42. Askarian F., Uchiyama S., Valderrama J.A., Ajayi C., Sollid J.U.E. , van Sorge N.M., Nizet V., van Strijp J.A.G., Johannessen M. Serine-aspartate repeat protein D increases Staphylococcus aureus virulence and survival in blood. Infect. Immun. 2017;85(1):e00559-16. doi: 10.1128/IAI.00559-16

43. Zhang Y., Wu M., Hang Y., Wang C., Yang Y., Pan W., Zang J., Zhang M., Zhang X. Staphylococcus aureus SdrE captures complement factor H’s C-terminus via a novel ‘close, dock, lock and latch’mechanism for complement evasion. Biochem. J. 2017;474(10):1619–1631. doi: 10.1042/BCJ20170085

44. Kalan L.R., Meisel J.S., Loesche M.A., Horwinski J., Soaita I., Chen I., Uberoy A., Gardner S.E. Grice E.A. Strain and species-level variation in the microbiome of diabetic wounds is associated with clinical outcomes and therapeutic efficacy. Cell Host Microbe. 2019;25(5):641–655.e5. doi: 10.1016/j.chom.2019.03.006

45. Harika K., Shenoy V.P., Narasimhaswamy N., Chawla K. Detection of biofilm production and its impact on antibiotic resistance profile of bacterial isolates from chronic wound infections. J. Glob. Infect. Dis. 2020;12(3):129–134. doi: 10.4103/jgid.jgid_150_19

46. Jacquet R., LaBauve A.E., Akoolo L., Patel S., Alqarzaee A A., WongFok T., Lung T., Poorey K., Stinear T.P., Thomas V.C., Meagher R.J., Parker D. Dual gene expression analysis identifies factors associated with Staphylococcus aureus virulence in diabetic mice. Infect. Immun. 2019;87(5):e00163-19. doi: 10.1128/IAI.00163-19

47. Thurlow L.R., Stephens A.C., Hurley K.E., Richardson A.R. Lack of nutritional immunity in diabetic skin infections promotes Staphylococcus aureus virulence. Sci. Adv. 2020;6(46):eabc5569. doi: 10.1126/sciadv.abc5569

48. Klopsfenstein N., Hibbs K., Blackman A., Serezani C.H. Prostaglandin E2 production is required for phagocyte CXCR2-mediated skin host defense in obese and hyperglycemic mice. Preprint at bioRxiv. 2022. doi: 10.1101/2022.10.02.510554

49. Qin S., Xiao W., Zhou C., Pu Q., Deng X., Lan L., Liang H., Song X., Wu M. Pseudomonas aeruginosa: pathogenesis, virulence factors, antibiotic resistance, interaction with host, technology advances and emerging therapeutics. Signal. Transduct. Target Ther. 2022;7(1):199. doi: 10.1038/s41392-022-01056-1

50. Malone M., Bjarnsholt T., McBain A.J., James G.A., Stoodley P., Leaper D., Tachi M., Schultz G., Swanson T., Wolcott R.D. The prevalence of biofilms in chronic wounds: a systematic review and meta-analysis of published data. J. Wound Care. 2017;26(1):20–25. doi: 10.12968/jowc.2017.26.1.20

51. Moser C., Jensen P.Q., Thomsen K., Kolpen M., Rybtke M., Lauland A.S., Trqstrup H., Tolker-Nielsen T. Immune responses to Pseudomonas aeruginosa biofilm infections. Front. Immunol. 2021;12:625597. doi: 10.3389/fimmu.2021.625597

52. Wood T.E., Howard S.A., Förster A., Nolan L.M., Manoli E., Bullen N.P., Yau H.C.L., Hachani A., Hayward R.D., Whitney J.C., … Filloux A. The Pseudomonas aeruginosa T6SS delivers a periplasmic toxin that disrupts bacterial cell morphology. Cell. Rep. 2019;29(1):187–201.e7. doi: 10.1016/j.celrep.2019.08.094

53. Иванов М.Э., Фурсова Н.К., Потапов В.Д. Суперсемейства эффлюксных насосов Pseudomonas aeruginosa (обзор литературы). Клин. лаб. диагност. 2022;67(1):53–58. doi: 10.51620/0869-2084-2022-67-1-53-58

54. Subedi D., Vijay A.K., Willcox M. Overview of mechanisms of antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa: an ocular perspective. Clin. Exp. Optom. 2018;101(2):162–171. doi: 10.1111/cxo.12621

55. Cooke A.C., Florez C., Dunshee E.B., Lieber A.D., Terry M.L., Light C.J., Schertzer J.W. Pseudomonas quinolone signal-induced outer membrane vesicles enhance biofilm dispersion in Pseudomonas aeruginosa. mSphere. 2020;5(6):e01109–20. doi: 10.1128/mSphere.01109-20

56. Gloag E.S., Marshall C.W., Snyder D., Lewin G.R., Harris J.S., Santos-Lopez A., Chaney S.B., Whiteley M., Cooper V.S., Wozniak D.J. Pseudomonas aeruginosa interstrain dynamics and selection of hyperbiofilm mutants during a chronic infection. MBio. 2019;10(4):e01698–19. doi: 10.1128/mBio.01698-19

57. Morgan S.J., Lippman S.I., Bautista G.E., Harrison J.J., Harding C.L., Gallagher L.A., Cheng A.C., Siehnel R., Ravishankar S., Usui M.L., … Singh P.K. Bacterial fitness in chronic wounds appears to be mediated by the capacity for high-density growth, not virulence or biofilm functions. PLoS Pathogens. 2019;15(3):e1007511. doi: 10.1371/journal.ppat.1007511

58. Everett J., Turner K., Cai Q., Gordon V., Whiteley M., Rumbaugh K. Arginine is a critical substrate for the pathogenesis of Pseudomonas aeruginosa in burn wound infections. MBio. 2017;8(2): 02160-16. doi: 10.1128/mBio.02160-16

59. Караулов А.В., Афанасьев С.С., Алешкин В.А., Бондаренко Н.Л., Воропаева Е.А., Афанасьев М.С., Несвижский Ю.В., Алешкин А.В., Борисова А.Ю., Овсянникова Е.Г., … Махмудов Р.С. Механизмы приобретения вирулентности условнопатогенными микроорганизмами и формирования пула нозокомиальных штаммов в микробиоценозах слизистых открытых полостей. Астрах. мед. ж. 2018;13(2):17–31. doi: 10.17021/2018.13.2.17.31

60. Бурова Л.А., Тотолян А.А. Основные факторы патогенности Streptococcus pyogenes. Инфекц. и иммунитет. 2022;12(1):33–50. doi: 10.15789/2220-7619-MPF-1723

61. Leitão J.H. Microbial virulence factors. Int. J. Mol. Sci. 2020;21(15):5320. doi: 10.3390/ijms21155320

62. Trizna E.Y., Yarullina M.N., Baidamshina D.R., Mironova A.V., Akhatova F.S., Rozhina E.V., Fakhrullin R.F., Khabibrakhmanova A.M., Kurbangalieva A.R., Bogachev M.I., Kayumov A.R. Bidirectional alterations in antibiotics susceptibility in Staphylococcus aureus – Pseudomonas aeruginosa dual-species biofilm. Sci. Rep. 2020;10(1):14849. doi: 10.1038/s41598020-71834-w

63. Landa G., Clarhaut J., Buyck J., Mendoza G., Arruebo M., Tewes F. Impact of mixed Staphylococcus aureus – Pseudomonas aeruginosa biofilm on susceptibility to antimicrobial treatments in a 3D in vitro model. Sci. Rep. 2024;14(1):27877. doi: 10.1038/s41598-02479573-y

64. Radlinski L., Rowe S.E., Kartchner L.B., Maile R., Cairns B.A., Vitko N.P, Gode C.J., Lachiewicz A.M., Lachiewicz A.M., Wolfgang M.C., Conlon B.P. Pseudomonas aeruginosa exoproducts determine antibiotic efficacy against Staphylococcus aureus. PLoS Biol. 2017;15(11):e2003981. doi: 10.1371/journal.pbio.2003981

65. Pouget C., Dunyach-Remy C., Bernardi T., Provot C., Tasse J., Sotto A., Lavigne J.P. A relevant wound-like in vitro media to study bacterial cooperation and biofilm in chronic wounds. Front. Microbiol. 2022;13:705479. doi: 10.3389/fmicb.2022.705479

66. Alves P.M., Al-Badi E., Withycombe C., Jones P.M., Purdy K.J., Maddocks S.E., Interaction between Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa is beneficial for colonisation and pathogenicity in a mixed biofilm. Pathog. Dis. 2018;76(1). doi: 10.1093/femspd/fty003

67. Pouget C., Dunyach-Remy C, Magnan C., Pantel A., Sotto A., Lavigne J.P. Polymicrobial biofilm organization of Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa in a chronic wound environment. Int. J. Mol. Sci. 2022;23(18):10761. doi: 10.3390/ijms231810761

68. Anju V.T., Busi S., Imchen M., Kumavath R., Mohan M.S., Salim S.A., Subhaswaraj P., Dyavaiah M. Polymicrobial infections and biofilms: clinical significance and eradication strategies. Antibiotics (Basel). 2022;11(12):1731. doi: 10.3390/antibiotics11121731

69. Cavallo I., Sivori F., Mastrofrancesco A., Abril E., Pontone M., di Domenico E.G., Pimpinelli F. Bacterial biofilm in chronic wounds and possible therapeutic approaches. Biology (Basel). 2024;13(2):109. doi: 10.3390/biology13020109

70. Mulani M.S., Kamble E.E., Kumkar S.N., Tawre M.S., Pardesi K.R. Emerging strategies to combat ESKAPE pathogens in the era of antimicrobial resistance: a review. Front. Microbiol. 2019;10:539. doi: 10.3389/fmicb.2019.00539

71. Coronado-Álvarez N.M., Parra D., Parra-Ruiz J. Clinical efficacy of fosfomycin combinations against a variety of gram-positive cocci. Enferm. Infecc. Microbiol. Clin. (Engl. Ed). 2019;37(1):4–10. doi: 10.1016/j.eimc.2018.05.009

72. Rezzoagli C., Archetti M., Mignot I., Baumgartner M., Kümmerli R. Combining antibiotics with antivirulence compounds can have synergistic effects and reverse selection for antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa. PLoS Biol. 2020;18(8):e3000805. doi: 10.1371/journal.pbio.3000805

73. Lerdsittikul V., Apiratwarrasakul S., Atithep T., Withatanung P., Indrawattana N., Pumirat P., Chaiwattanarungruengpaisan S., Thongdee M. Isolation and characterisation of a novel Silviavirus bacteriophage promising antimicrobial agent against methicillinresistant Staphylococcus aureus infections. Sci. Rep. 2024;14(1):9251. doi: 10.1038/s41598-024-59903-w

74. Shafigh K.F., Hesari F.S., Aminifazl M.S., Skurnik M., Gholadze S., Zarrini G. Design of phagecocktail–containing hydrogel for the treatment of Pseudomonas aeruginosa – infected wounds. Viruses. 2023;15(3):803. doi: 10.3390/v15030803

75. Pfalzgraff A., Brandenburg K., Weindl G. Antimicrobial peptides and their therapeutic potential for bacterial skin infections and wounds. Front. Pharmacol. 2018;9:281. doi: 10.3389/fphar.2018.00281

76. Li C., Zhu C., Ren B., Yin X., Shim S.H., Gao Y., Zhu J., Zhao P., Liu C., Yu R., Xia X., Zhang L. Two optimized antimicrobial peptides with therapeutic potential for clinical antibiotic-resistant Staphylococcus aureus. Eur. J. Med. Chem. 2019;183:111686. doi: 10.1016/j.ejmech.2019.111686

77. Beaudoin T., Stone T.A., Glibowicka M., Adams C., Yau Y., Ahmadi S., Bear C.E., Grasemann H., Waters V., Deber C.M. Activity of a novel antimicrobial peptide against Pseudomonas aeruginosa biofilms. Sci. Rep. 2018;8(1):14728. doi: 10.1038/s41598-01833016-7