Preview

Сибирский научный медицинский журнал

Расширенный поиск

МОРФОФУНКЦИОНАЛЬНАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА МИТОХОНДРИЙ И ИММУНОГИСТОХИМИЧЕСКИЕ ПОДХОДЫ К ИХ ИЗУЧЕНИЮ

https://doi.org/10.15372/SSMJ20190401

Полный текст:

Аннотация

Нарушением функций митохондрий сопровождается любое заболевание, поэтому дальнейшее исследование функциональных особенностей митохондрий при различных патологиях в клинике и эксперименте, а также поиск новых диагностических маркеров перспективны и актуальны. Цель настоящего обзора – обобщение и систематизация данных литературы о морфофункциональных характеристиках и молекулярных иммуногистохимических маркерах, используемых для оценки функции митохондрий. Наиболее характерной особенностью этих органелл является наличие большого числа ферментов, участвующих в окислительном фосфорилировании и снабжении клетки энергией. Кроме того, митохондрии играют немаловажную роль в хранении и передаче наследственной информации, апоптозе и пластических процессах. Выделяют так называемые митохондриальные болезни, связанные с генетическими, структурными, биохимическими дефектами митохондрий, в том числе приводящими к энергодефициту клеток. Они передаются по женской линии, так как только яйцеклетка содержит митохондрии. Известны наследственные митохондриальные заболевания, связанные с мутациями генов, кодирующих синтез митохондриальных белков, – синдром Барта, синдром Кернса – Сейра, синдром Пирсона и др. Существует ряд молекулярных маркеров, использование которых позволяет детально изучить активность митохондрий при различных экспериментальных воздействиях. Известно около тысячи митохондриальных маркеров, но в настоящем обзоре представлены основные.

Об авторах

Е. И. Бонь
Гродненский государственный медицинский университет
Беларусь

к.б.н., 

Республика Беларусь, 230009, г. Гродно, ул. Горького, 80



Н. Е. Максимович
Гродненский государственный медицинский университет
Беларусь

д.м.н., проф., 

Республика Беларусь, 230009, г. Гродно, ул. Горького, 80



Список литературы

1. Baertling F., Sanchez-Caballero L., van den Brand M.A.M., Fung C.W., Chan S.H., Wong V.C., Hellebrekers D.M.E., de Coo I.F.M., Smeitink J.A.M., Rodenburg R.J.T., Nijtmans L.G.J. NDUFA9 point mutations cause a variable mitochondrial complex I assembly defect. Clin. Genet. 2018; 93: 111–118.

2. Boumans H., Grivell L.A., Berden J.A. The respiratory chain in yeast behaves as a single functional unit. J. Biol. Chem. 1998; 273: 4872–4877.

3. Boyer P.D. ATP synthase – past and future. Biochim. Biophys. Acta. 1998; 1365: 3–9.

4. Brand M.D., Murphy M.P. Control of electron flux through the respiratory chain in mitochondria and cells. Biol. Rev. 1987; 62: 141–193.

5. Britti E., Delaspre F., Feldman A., Osborne M., Greif H., Tamarit J., Ros J. Frataxin-deficient neurons and mice models of Friedreich ataxia are improved by TAT-MTScs-FXN treatment. J. Cell. Mol. Med. 2018; 22: 834–848.

6. Capaldi R.A., Darley-Usmar V., Fuller S., Millet F. Structural and functional features of the interaction of cytochrome с with complex III and cytochrome с oxidase. FEBS Lett. 1982; 138: 1–7.

7. Casey R.P. Membrane reconstitution of the energy-conserving enzymes of oxidative phosphorylation. Biochim. Biophys. Acta. 1984; 768: 319–347.

8. Chao D.T., Korsmeyer S.J. BCL-2 family: regulators of cell death. Annu. Rev. Immunol. 1998; 16: 395–419.

9. Chen X., Lu J. Analysis of mitochondrial gene mutations in a child with Leigh syndrome. Zhonghua Yi Xue Yi Chuan Xue Za Zhi. 2019; 36 (4): 318–321.

10. Deng S., Li Y., Yi G., Lei B., Guo M., Xiang W., Chen Z., Liu Y., Qi S. Overexpression of COX7A2 is associated with a good prognosis in patients with glioma. J. Neurooncol. 2018; 136 (1): 41–50.

11. Festa B.P., Chen Z., Berquez M., Debaix H., Tokonami N., Prange J.A., Hoek G.V., Alessio C., Raimondi A., Nevo N., Giles R.H., Devuyst O., Luciani A. Impaired autophagy bridges lysosomal storage disease and epithelial dysfunction in the kidney. Nat. Commun. 2018; 9: 161.

12. Hackenbrock C.R. Lateral diffusion and electron transfer in the mitochondrial inner membrane. Trends Biochem. Sci. 1981; 6: 151–154.

13. Hauser D.N., Mamais A., Conti M.M., Primiani C.T., Kumaran R., Dillman A.A., Langston R.G., Beilina A., Garcia J.H., Diaz-Ruiz A., Bernier M., Fiesel F.C., Hou X., Springer W., Li Y., de Cabo R., Cookson M.R. Hexokinases link DJ-1 to the PINK1/ parkin pathway. Mol. Neurodegener. 2017; 12: 70–77.

14. Hoffmann C., Hockele S., Kappler L., Hrabe de Angelis M., Haring H.U., Weigert C. The effect of differentiation and TGFß on mitochondrial respiration and mitochondrial enzyme abundance in cultured primary human skeletal muscle cells. Sci. Rep. 2018; 8: 737.

15. Holvoet P., Vanhaverbeke M., Geeraert B., de Keyzer D., Hulsmans M., Janssens S. Low cytochrome oxidase 1 links mitochondrial dysfunction to atherosclerosis in mice and pigs. PLoS One. 2017; 12: e0170307.

16. Klingenberg M. Principles of carrier catalysis elucidated by comparing two similar membrane translocators from mitochondria, the ADP/ATP carrier and the uncoupling protein. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1985; 456: 279–288.

17. Magnoni R., Palmfeldt J., Hansen J., Christensen J.H., Corydon T.J., Bross P. The Hsp60 folding machinery is crucial for manganese superoxide dismutase folding and function. Free Radic Res. 2014; 48: 168–179.

18. Mescher A.L. Junqueira’s Basic Histology: text and atlas. 15th ed. N.Y.: McGraw-Hill, 2018.

19. Mikkilineni L., Whitaker-Menezes D., Domingo-Vidal M., Sprandio J. Hodgkin lymphoma: A complex metabolic ecosystem with glycolytic reprogramming of the tumor microenvironment. Semin. Oncol. 2017; 44: 218–225.

20. Pecina P., Nůsková H., Karbanová V., Kaplanová V., Mráček T., Houštěk J. Role of the mitochondrial ATP synthase central stalk subunits γ and δ in the activity and assembly of the mammalian enzyme. Biochim. Biophys. Acta Bioenerg. 2018; 1859 (5): 374–381.

21. Peng Y.T., Chen P., Ouyang R.Y., Song L. Multifaceted role of prohibitin in cell survival and apoptosis. Apoptosis. 2015; 20 (9): 1135–1149.

22. Powell K.A., Davies J.R., Taylor E., Wride M.A., Votruba M. Mitochondrial localization and ocular expression of mutant Opa3 in a mouse model of 3-methylglutaconicaciduria type III. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2011; 52 (7): 4369–4380.

23. Prince R.C. The proton pump of cytochrome oxidase. Trends Biochem. Sci. 1988; 13: 159–160.

24. Sas K., Robotka H., Toldi J., Vécsei L. Mitochondria, metabolic disturbances, oxidative stress and the kynurenine system, with focus on neurodegenerative disorders. J. Neurol. Sci. 2007; 15: 221–239.

25. Shiba S., Ikeda K., Horie-Inoue K., Nakayama A., Tanaka T., Inoue S. Deficiency of COX7RP, a mitochondrial supercomplex assembly promoting factor, lowers blood glucose level in mice. Sci. Rep. 2017; 7: 7606.

26. Silva S., Ghiarone T., Schreiber K., Grant D., White T., Frisard M., Sukhanov S., Chandrasekar B., Delafontaine P., Yoshida T. Angiotensin II suppresses autophagy and disrupts the ultrastructural morphology and function of mitochondria in mouse skeletal muscle. J. Appl. Physiol. 2019. 126 (6): 1550–1562.

27. Slater Е.С. The Q Cycle, an ubiquitous mechanism of electron transfer. Trends Biochem. Sci. 1983; 8: 239–242.

28. Srere P.A. The structure of the mitochondrial inner membrane-matrix compartment. Trends Biochem. Sci. 1982; 7: 375–378.

29. Teixeira F.K., Sanchez C.G., Hurd T.R., Seifert J.R., Czech B., Preall J.B., Hannon G.J., Lehmann R. ATP synthase promotes germ cell differentiation independent of oxidative phosphorylation. Nat. Cell Biol. 2015; 17 (5): 689–696.

30. Van Eden W., Jansen M., Ludwig I., Leufkens P. Heat shock proteins can be surrogate autoantigens for induction of antigen specific therapeutic tolerance in rheumatoid arthritis. Front. Immunol. 2019; 10: 279.

31. Veis D.J., Sorenson C.M., Shutter J.R., Korsmeyer S.J. Bcl-2-deficient mice demonstrate fulminant lymphoid apoptosis, polycystic kidneys, and hypopigmented hair. Cell. 1993; 75: 229–240.

32. Wallace L., Cherian A., Adamson P. Comparison of pre- and post-translational expressions of COXIV-1 and MT-ATPase 6 genes in colorectal adenoma-carcinoma tissues. J. Carcinog. Mutagen. 2018; 9: 1000319.

33. Young B. Wheater’s Functional Histology: a text and colour atlas. 6th ed. Philadelphia: Churchill Livingstone, 2013. 464 p.

34. Zhang K., Wang G., Zhang X., Hüttemann P.P., Qiu Y., Liu J., Mitchell A., Lee I., Zhang C., Lee J.S., Pecina P., Wu G., Yang Z.Q., Hüttemann M., Grossman L.I. COX7AR is a stress-inducible mitochondrial COX subunit that promotes breast cancer malignancy. Sci. Rep. 2016; 6: 31742.

35. Zhang X., Zhao X., Li Y., Zhou Y., Zhang Z. Long noncoding RNA SOX21-AS1 promotes cervical cancer progression by competitively sponging miR-7/VDAC1. J. Cell. Physiol. 2019; 234 (10): 17494–17504.


Для цитирования:


Бонь Е.И., Максимович Н.Е. МОРФОФУНКЦИОНАЛЬНАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА МИТОХОНДРИЙ И ИММУНОГИСТОХИМИЧЕСКИЕ ПОДХОДЫ К ИХ ИЗУЧЕНИЮ. Сибирский научный медицинский журнал. 2019;39(4):5-11. https://doi.org/10.15372/SSMJ20190401

For citation:


Bon L.I., Maksimovich N.Y. MORPHOFUNCTIONAL CHARACTERISTICS OF MITOCHONDRIA AND IMMUNOHISTOCHEMICAL APPROACHES TO THEIR STUDY. Siberian Scientific Medical Journal. 2019;39(4):5-11. (In Russ.) https://doi.org/10.15372/SSMJ20190401

Просмотров: 1346


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2410-2512 (Print)
ISSN 2410-2520 (Online)