Современное состояние диагностики возбудителей вирусных геморрагических лихорадок методом изотермической амплификации

Работа представляет собой обзор метода петлевой изотермической амплификации (loop-mediated isothermal amplification, LAMP) и его применения для диагностики геморрагических лихорадок. Ее цель состояла в краткой характеристике изотермической амплификации и систематизации имеющихся данных о диагностике данным методом геморрагических лихорадок, вызываемых возбудителями, которые относятся к первой группе патогенности. В обзоре описывается принцип работы LAMP, основанный на применении цепь-вытесняющей активности ДНК-полимеразы. Подробно рассматриваются преимущества метода, такие как высокая чувствительность и специфичность, простота проведения и экономическая эффективность. Также обсуждаются различные способы детекции результатов LAMP, включая турбидиметрический метод, использование флуоресцентных красителей и иммунохроматографический анализ. Отмечается, что LAMP имеет некоторые ограничения, такие как сложность подбора праймеров и возможность ложноотрицательных результатов при наличии мутаций в геноме. Однако в целом метод представляется перспективным для быстрого обнаружения вирусов в полевых условиях. Приводится информация о разработанных диагностических тест-системах на основе LAMP для выявления РНК особо опасных вирусов, относящихся к семействам Filoviridae и Arenaviridae. Отмечается, что, несмотря на перспективность метода, на данный момент ни одна из описанных тест-систем не зарегистрирована и не производится на коммерческой основе. Заключение подчеркивает необходимость разработки и внедрения новых методов диагностики опасных вирусных инфекций для контроля эпидемиологической ситуации и разработки стратегии противоэпидемических мероприятий. LAMP рассматривается как перспективный метод для создания быстрых и экономически эффективных тестов.

1. Drosten C., Kümmerer B.M., Schmitz H., Günther S. Molecular diagnostics of viral hemorrhagic fevers. Antiviral Res. 2003;57(1-2):61–87. doi: 10.1016/S0166-3542(02)00201-2

2. Notomi T., Okayama H., Masubuchi H., Yonekawa T., Watanabe K., Amino N., Hase T. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Res. 2000;28(12):E63. doi: 10.1093/nar/28.12.e63

3. Chander Y., Koelbl J., Puckett J., Moser M.J., Klingele A.J., Liles M.R., Carrias A., Mead D.A., Schoenfeld T.W. A novel thermostable polymerase for RNA and DNA loop-mediated isothermal amplification (LAMP). Front. Microbiol. 2014;5:395. doi: 10.3389/fmicb.2014.00395

4. Becherer L., Borst N., Bakheit M., Frischmann S., Zengerle R., von Stetten F. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) – review and classification of methods for sequence-specific detection. Anal. Methods. 2020;12(6):717–746. doi: 10.1039/C9AY02246E

5. Mori Y., Notomi T. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP): a rapid, accurate, and cost-effective diagnostic method for infectious diseases. J. Infect. Chemother. 2009;15(2):62–69. doi: 10.1007/s10156-009-0669-9

6. Макарова Ю.А., Зотиков А.А., Белякова Г.А., Алексеев Б.Я., Шкурников М.Ю. Изотермическая петлевая амплификация: эффективный метод экспресс-диагностики в онкологии. Онкоурология. 2018;14(2):88–99. doi: 10.17650/1726-9776-2018-14-2-88-99

7. Soroka M., Wasowicz B., Rymaszewska A. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP): the better sibling of PCR? Cells. 2021;10(8):1931. doi: 10.3390/cells10081931

8. Mori Y., Kitao M., Tomita N., Notomi T. Real-time turbidimetry of LAMP reaction for quantifying template DNA. J. Biochem. Biophys. Methods. 2004;59(2):145–157. doi: 10.1016/j.jbbm.2003.12.005

9. Shirato K. Detecting amplicons of loop-mediated isothermal amplification. Microbiol. Immunol. 2019;63(10):407–412. doi: 10.1111/1348-0421.12734

10. Park J.W. Principles and applications of loop-mediated isothermal amplification to point-ofcare tests. Biosensors (Basel). 2022;12(10):857. doi: 10.3390/bios12100857

11. Tomita N., Mori Y., Kanda H., Notomi T. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) of gene sequences and simple visual detection of products. Nat. Protoc. 2008;3(5):877–882. doi: 10.1038/nprot.2008.57

12. Anupama K.P., Nayak A., Karunasagar I., Maiti B. Rapid visual detection of Vibrio parahaemolyticus in seafood samples by loop-mediated isothermal amplification with hydroxynaphthol blue dye. World J. Microbiol. Biotechnol. 2020;36(5):76. doi: 10.1007/s11274-020-02851-0

13. Zhou S., Huang Q., Yu M., Li Y., Zheng X., Xiu Y. Rapid visual detection of Aeromonas salmonicida by loop-mediated isothermal amplification with hydroxynaphthol blue dye. J. Fish Dis. 2021;44(12):1993– 2001. doi: 10.1111/jfd.13513

14. Kim J.K., Kim H.R., Kim D.Y., Kim J.M., Kwon N.Y., Park J.H., Park J.Y., Kim S.H., Lee K.K., Lee C., … Park C.K. A simple colorimetric detection of porcine epidemic diarrhea virus by reverse transcription loop-mediated isothermal amplification assay using hydroxynaphthol blue metal indicator. J. Virol. Methods. 2021;298:114289. doi: 10.1016/j.jviromet.2021.114289

15. Zhang X., Zhao Y., Ma C., Wu W., Dong M., You J., Liu J., Yun S. An optimized visual loop mediated isothermal amplification assay for efficient detection of minute virus of mice with hydroxynaphthol blue dye. J. Virol. Methods. 2022;308:114575. doi: 10.1016/j.jviromet.2022.114575

16. Neshani A., Zare H., Sadeghian H., Safdari H., Riahi-Zanjani B., Aryan E. A comparative study on visual detection of mycobacterium tuberculosis by closed tube loop-mediated isothermal amplification: shedding light on the use of Eriochrome Black T. Diagnostics. 2023;13(1):155. doi: 10.3390/diagnostics13010155

17. Nguyen D.V., Nguyen V.H., Seo T.S. Quantification of colorimetric loop-mediated isothermal amplification process. Biochip J. 2019;13(2):158–164. doi: 10.1007/s13206-019-3206-7

18. Петруша О.А., Файзулоев Е.Б. Методы детекции результатов реакции петлевой изотермической амплификации ДНК. Клин. лаб. диагност. 2020;65(1):67–72. doi: 10.18821/0869-2084-2020-65-1-67-72

19. Lai M.Y., Ooi C.H., Lau Y.L. Validation of SYBR green I based closed-tube loop-mediated isothermal amplification (LAMP) assay for diagnosis of knowlesi malaria. Malar. J. 2021;20(1):166. doi: 10.1186/s12936-021-03707-0

20. Rahman A.M.A., Ransangan J., Subbiah V.K. Improvements to the rapid detection of the marine pathogenic bacterium, Vibrio harveyi, using loop-mediated isothermal amplification (LAMP) in combination with SYBR Green. Microorganisms. 2022;10(12):2346. doi: 10.3390/microorganisms10122346

21. Kamra E., Singh N., Khan A., Singh J., Chauhan M., Kamal H., Mehta P.K. Diagnosis of genitourinary tuberculosis by loop-mediated isothermal amplification based on SYBR green i dye reaction. Biotechniques. 2022;73(1):47–57. doi: 10.2144/btn-2022-0027

22. Das D., Lin C.W., Chuang H.S. LAMP-based point-of-care biosensors for rapid pathogen detection. Biosensors (Basel). 2022;12(12):1068. doi: 10.3390/bios12121068

23. Wong Y.P., Othman S., Lau Y.L., Radu S., Chee H.Y. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP): a versatile technique for detection of micro-organisms. J. Appl. Microbiol. 2018;124(3):626– 643. doi: 10.1111/jam.13647

24. Schneider L., Blakely H., Tripathi A. Mathematical model to reduce loop mediated isothermal amplification (LAMP) false-positive diagnosis. Electrophoresis. 2019;40(20):2706–2717. doi: 10.1002/elps.201900167

25. Ptitsyn K.G., Khmeleva S.A., Kurbatov L.K., Timoshenko O.S., Suprun E.V., Radko S.P., Lisitsa A.V. Lamp primer designing software: the overview. Biomedical Chemistry: Research and Methods. 2024;7(4):e00226. doi: 10.18097/BMCRM00226

26. Moehling T.J., Choi G., Dugan L.C., Salit M., Meagher R.J. LAMP diagnostics at the point-of-care: emerging trends and perspectives for the developer community. Expert Rev. Mol. Diagn. 2021;21(1):43– 61. doi: 10.1080/14737159.2021.1873769

27. Moehling T.J., Browne E.R., Meagher R.J. Effects of single and multiple nucleotide mutations on loop-mediated isothermal amplification. Analyst. 2024;149(6):1701–1708. doi: 10.1039/D3AN01927F

28. Junxia F., Guanhua X., Xiaohu C., Bing D., Yanling F., Jinghua C., Hanqing Z., Lin G., Zheng F., Tongtong F., … Jing Y. Development of a loop-mediated isothermal amplification method for rapid and visual detection of Monkeypox virus. Microbiol. Spectr. 2022;10(5):e0271422. doi: 10.1128/spectrum.02714-22

29. Reddy V., Ravi V., Desai A., Parida M., Powers A.M., Johnson B.W. Utility of IgM ELISA, TaqMan real-time PCR, reverse transcription PCR, and RTLAMP assay for the diagnosis of Chikungunya fever. J. Med. Virol. 2012;84(11):1771–1778. doi: 10.1002/jmv.23406

30. Akter J., Smith W.J.M., Gebrewold M., Kim I., Simpson S.L., Bivins A., Ahmed W. Evaluation of colorimetric RT-LAMP for screening of SARS-CoV-2 in untreated wastewater. Sci. Total Environ. 2024;907:167964. doi: 10.1016/j.scitotenv.2023.167964

31. Ristaino J.B., Saville A.C., Paul R., Cooper D.C., Wei Q. Detection of Phytophthora infestans by loop-mediated isothermal amplification, real-time LAMP, and droplet digital PCR. Plant Dis. 2019;104(3):708–716. doi: 10.1094/PDIS-06-19-1186-RE

32. Fischbach J., Xander N.C., Frohme M., Glökler J.F. Shining a light on LAMP assays – a comparison of LAMP visualization methods including the novel use of Berberine. Biotechniques. 2015;58(4):189–194. doi: 10.2144/000114275

33. Bonney L.C., Watson R.J., Slack G.S., Bosworth A., Wand N.I.V., Hewson R. A flexible format LAMP assay for rapid detection of Ebola virus. PLoS Negl. Trop. Dis. 2020;14(7):e0008496. doi: 10.1371/journal.pntd.0008496

34. Nwe M.K., Jangpromma N., Taemaitree L. Evaluation of molecular inhibitors of loop-mediated isothermal amplification (LAMP). Sci. Rep. 2024;14(1):5916. doi: 10.1038/s41598-024-55241-z

35. Kumar S., Sharma S., Bhardwaj N., Pande V., Savargaonkar D., Anvikar A.R. Advanced lyophilised loop mediated isothermal amplification (L-LAMP) based point of care technique for the detection of dengue virus. J. Virol. Methods. 2021;293:114–168. doi: 10.1016/j.jviromet.2021.114168

36. Carter C., Akrami K., Hall D., Smith D., Aronoff-Spencer E. Lyophilized visually readable loop-mediated isothermal reverse transcriptase nucleic acid amplification test for detection Ebola Zaire RNA. J. Virol. Methods. 2017;244:32–38. doi: 10.1016/j.jviromet.2017.02.013

37. Jothinarayanan N., Karlsen F., Roseng L.E. Characterization and validation of a lyophilized loop-mediated isothermal amplification method for the detection of Esox lucius. Appl. Biochem. Biotechnol. 2024;196(8):5249–5264. doi: 10.1007/s12010-023-04799-x

38. Kurosaki Y., Takada A., Ebihara H., Grolla A., Kamo N., Feldmann H., Kawaoka Y., Yasuda J. Rapid and simple detection of Ebola virus by reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification. J. Virol. Methods. 2007;141(1):78–83. doi: 10.1016/j.jviromet.2006.11.031

39. Li H., Wang X., Liu W., Wei X., Lin W., Li E., Li P., Dong D., Cui L., Hu X., … Yuan J. Survey and visual detection of Zaire ebolavirus in clinical samples targeting the nucleoprotein gene in Sierra Leone. Front. Microbiol. 2015;6:1332. doi: 10.3389/fmicb.2015.01332

40. Kurosaki Y., Magassouba N., Oloniniyi O.K., Cherif M.S., Sakabe S., Takada A., Hirayama K., Yasuda J. Development and evaluation of reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification (RTLAMP) assay coupled with a portable device for rapid diagnosis of Ebola virus disease in Guinea. PLoS Negl. Trop. Dis. 2016;10(2):e0004472. doi: 10.1371/journal.pntd.0004472

41. Benzine J., Brown K., Agans K., Godiska R., Mire C., Gowda K., Converse B., Geisbert T., Mead D., Chander Y. Molecular diagnostic field test for point-ofcare detection of Ebola virus directly from blood. J. Infect. Dis. 2016;214(suppl 3):S234–S242. doi: 10.1093/infdis/jiw330

42. Xu C., Wang H., Jin H., Feng N., Zheng X., Cao Z., Li L., Wang J., Yan F., Wang L., … Xia X. Visual detection of Ebola virus using reverse transcription loop-mediated isothermal amplification combined with nucleic acid strip detection. Arch. Virol. 2016;161(5):1125– 1133. doi: 10.1007/s00705-016-2763-5

43. Oloniniyi O., Kurosaki Y., Miyamoto H., Takada A., Yasuda J. Rapid detection of all known ebolavirus species by reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification (RT-LAMP). J. Virol. Methods. 2017;246:8–14. doi: 10.1016/j.jviromet.2017.03.011

44. Kumar J.S., Dash P.K., Srivastava A., Sharma S., Tandel K., Parida M. One-step single-tube accelerated quantitative nucleoprotein gene-specific reverse transcription loop-mediated isothermal gene amplification (RT-LAMP) assay for rapid, real-time & reliable clinical detection of Ebola virus. Indian J. Med. Res. 2021;154(4):598–606. doi: 10.4103/ijmr.IJMR_864_19

45. Kurosaki Y., Grolla A., Fukuma A., Feldmann H., Yasuda J. Development and evaluation of a simple assay for marburg virus detection using a reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification method. J. Clin. Microbiol. 2010;48(7):2330–2336. doi: 10.1128/JCM.01224-09

46. Fukuma A., Kurosaki Y., Morikawa Y., Grolla A., Feldmann H., Yasuda J. Rapid detection of Lassa virus by reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification. Microbiol. Immunol. 2011;55(1):44–50. doi: 10.1111/j.1348-0421.2010.00286.x

47. Pemba C.M., Kurosaki Y., Yoshikawa R., Oloniniyi O.K., Urata S., Sueyoshi M., Zadeh V.R., Nwafor I., Iroezindu M.O., Ajayi N.A., … Yasuda J. Development of an RT-LAMP assay for the detection of Lassa viruses in southeast and south-central Nigeria. J. Virol. Methods. 2019;269:30–37. doi: 10.1016/j.jviromet.2019.04.010

48. Garry R.F. Lassa fever — the road ahead. Nat. Rev. Microbiol. 2023;21(2):87–96. doi: 10.1038/s41579-022-00789-8