Исследование мультинуклеации и апоптоза макрофагов БЦЖ-инфицированных мышей и продукции ими катепсинов и матриксных металлопротеиназ

Актуальность изучения роли макрофагов и их многоядерных форм в патогенезе туберкулезного гранулематоза определяется его широкой распространенностью, наличием тяжелых социально-экономических последствий и некротических осложнений, которые основаны на высоком деструктивном потенциале макрофагов, связанном с ролью гидролаз в деградации компонентов внеклеточного матрикса. Цель исследования – изучить особенности реализации мультинуклеации, апоптоза и экспрессии ряда гидролаз у макрофагов БЦЖ-инфицированных мышей. Материал и методы. В культурах перитонеальных клеток интактных и БЦЖ-инфицированных мышей линии BALB/c изучали интенсивность мультинуклеации и апоптоза макрофагов, особенности экспрессии ими матриксных металлопротеиназ (MMP-1, MMP-9), катепсинов (CatB, CatD), каспазы-3, белка р53. Результаты. Численность многоядерных макрофагов увеличивалась соответственно срокам эксперимента, имея максимальное значение на 3 месяца наблюдения, но через 2 месяца практически достигая этого уровня. Реализация апоптоза, мультинуклеации макрофагов имела сложный характер, обусловливая состав их субпопуляций. Динамика экспрессии исследованных гидролаз макрофагами указывала на их неравнозначную роль в некрозе тканей на различных этапах гранулемогенеза. Показана высокая функциональная способность многоядерных макрофагов к продукции ими гидролаз отдельных типов. Отмечена интенсивная экспрессия ММР-1 на ранних сроках гранулемогенеза и ее максимальное значение, как и экспрессии CatD на 3 месяца, и выраженная экспрессия ММР-9 на 6 месяцев. Заключение. Стимуляция у макрофагов пластических процессов в условиях БЦЖ-гранулематоза детерминирует формирование многоядерных макрофагов с высоким функциональным потенциалом и интенсивную экспрессию макрофагами гидролаз на 2 и 3 месяца гранулемогенеза. Это периоды высокого риска некрозных осложнений туберкулезного гранулематоза, что целесообразно учитывать при разработке методов их профилактики и терапевтической коррекции.

1. Шкурупий В.А. Туберкулезный гранулематоз. Цитофизиология и адресная терапия. М.: РАМН, 2007. 536 с.

2. Dhali A., Das K., Dhali G.K., Ghosh R., Sarkar A., Misra D. Abdominal tuberculosis: Clinical profile and outcome. Int. J. Mycobacteriol. 2021;10(4):414–420. doi: 10.4103/ijmy.ijmy_195_21

3. Saldaña N.G., Parra M.M., Olguín H.J., Bejarano J.I.C., Soto M.P., Jiménez F.T. Tuberculosis in children in a pediatric hospital in Mexico. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2021;106(1):75–79. doi: 10.4269/ajtmh.20-1482

4. Il’in D.A., Shkurupy V.A., Akhramenko E.S. In vitro study of the expression of CD1, CD14, CD25, CD30, CD35, CD95 receptors by macrophages of mice infected with Mycobacterium tuberculosis. Bull. Exp. Biol. Med. 2021;172(1):42–45. doi: 10.1007/s10517-021-05327-9

5. Iljine D.A., Arkhipov S.A., Shkurupy V.A. In vitro expression of IL-1α, GM-CSF, and TNF-α by multinucleated macrophages from BCG-infected mice. Bull. Exp. Biol. Med. 2013;155(5):663–666. doi: 10.1007/s10517-013-2220-3

6. El-Aal A.A., El-Gebaly N.S., Al-Antably A.S., Hassan M.A., El-Dardiry M.A. Post-immunization immunohistochemical expression of Caspase 3 and p53 apoptotic markers in experimental hydatidosis. Rev. Bras. Parasitol. Vet. 2016;25(3):333–340. doi: 10.1590/S1984-29612016058

7. Stephenson L., Byard R.W. An atlas overview of characteristic features of tuberculosis that may be encountered at autopsy. Forensic Sci. Med. Pathol. 2020;16(1):143–151. doi: 10.1007/s12024-019- 00161-y

8. Hwang K.E., Shon Y.J., Cha B.K., Park M.J., Chu M.S., Kim Y.J., Jeong E.T., Kim H.R. Tissue inhibitor of metalloproteinase-1 is responsible for residual pleural thickening in pleural tuberculosis. Tohoku J. Exp. Med. 2015;235(4):327–333. doi: 10.1620/tjem.235.327

9. Ong C.W., Elkington P.T., Friedland J.S. Tuberculosis, pulmonary cavitation, and matrix metalloproteinases. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 2014;190(1):9– 18. doi: 10.1164/rccm.201311-2106PP

10. Li Y.J., Wilkinson K.A., Wilkinson R.J., Figaji A.A., Rohlwink U.K. Elevated matrix metalloproteinase concentrations offer novel insight into their role in pediatric tuberculous meningitis. J. Pediatric. Infect. Dis. Soc. 2020;9(1):82–86. doi: 10.1093/jpids/piy141

11. Kubler A., Larsson C., Luna B., Andrade B.B., Amaral E.P., Urbanowski M., Orandle M., Bock K., Ammerman N.C., Cheung L.S., … Bishai W.R. Cathepsin K contributes to cavitation and collagen turnover in pulmonary tuberculosis. J. Infect. Dis. 2016;213(4):618– 627. doi: 10.1093/infdis/jiv458

12. Squeglia F., Ruggiero A., Berisio R. Collagen degradation in tuberculosis pathogenesis: the biochemical consequences of hosting an undesired guest. Biochem. J. 2018;475(19):3123–3140. doi: 10.1042/BCJ20180482

13. Il’in D.A., Arkhipov S.A., Shkurupy V.A. Analysis of IL-1α, bFGF, TGF-β1, IFNγ, MMP-1, and CatD expression in multinuclear macrophages in vitro. Bull. Exp. Biol. Med. 2018;164(4):456–458. doi: 10.1007/s10517-018-4011-3

14. Poosti F., Bansal R., Yazdani S., Prakash J., Post E., Klok P., van den Born J., de Borst M.H., van Goor H., Poelstra K., Hillebrands J.L. Selective delivery of IFN-γ to renal interstitial myofibroblasts: a novel strategy for the treatment of renal fibrosis. FASEB J. 2015;29(3):1029–1042. doi: 10.1096/fj.14-258459

15. Zhang L., Yan J.W., Wang Y.J., Wan Y.N., Wang B.X., Tao J.H., Chen B., Li B.Z., Yang G.J., Wang J. Association of interleukin 1 family with systemic sclerosis. Inflammation. 2014;37(4):1213–1220. doi: 10.1007/s10753-014-9848-7