Повышение внутриклеточного уровня НАД+ и разнонаправленные изменения экспрессии CD38 в клетках гиппокампа при экспериментальной болезни Альцгеймера

Целью исследования являлась оценка уровня НАД⁺ в головном мозге мышей, подвергшихся введению бета-амилоида (Aβ), а также определение активности АДФ-рибозилциклазы/CD38 и количества CD38-иммунопозитивных клеток нейрональной, астроцитарной и эндотелиальной природы. Материал и методы. Модель болезни Альцгеймера воспроизводилась путем интрагиппокампального введения Aβ мышам линии C57BL/6. Содержание НАД⁺ во внеклеточной жидкости головного мозга и в ткани гиппокампа определяли спектрофотометрически, ферментативную активность АДФ-рибозилциклазы/CD38 – флуориметрическим методом, количество CD38-иммунопозитивных клеток – методом иммуногистохимии. Результаты и их обсуждение. Уровень НАД⁺ был значительно повышен в ткани гиппокампа у мышей после введения Aβ, при этом концентрация внеклеточного НАД⁺ не изменялась. Активность АДФ-рибозилциклазы/CD38 в ткани гиппокампа осталось прежним, однако число CD38-иммунопозитивных нейронов снизилось, а количество CD38⁺ эндотелиоцитов увеличилось в гиппокампе мышей после введения Aβ. Заключение. Разнонаправленные изменения экспрессии АДФ-рибозилциклазы/CD38 в нейронах и эндотелиоцитах соответствуют разному метаболическому состоянию этих  типов клеток и наряду с увеличением внутриклеточного пула НАД⁺ при экспериментальной болезни Альцгеймера отражают адаптивный стрессовый ответ на введение Aβ.

1. Kurakin A., Bredesen D.E. Alzheimer’s disease as a systems network disorder: chronic stress/dyshomeostasis, innate immunity, and genetics. Aging (Albany NY). 2020; 12 (18): 17815–17844. doi: 10.18632/aging.103883

2. Fernandez-Fernandez S., Almeida A., Bolaños J.P. Antioxidant and bioenergetic coupling between neurons and astrocytes. Biochem. J. 2012; 443 (1): 3–11. doi: 10.1042/BJ20111943

3. Kerr J.S., Adriaanse B.A., Greig N.H., Mattson M.P., Cader M.Z., Bohr V.A., Fang E.F.. Mitophagy and Alzheimer’s disease: cellular and molecular mechanisms. Trends Neurosci. 2017; 40 (3): 151–166. doi: 10.1016/j.tins.2017.01.002

4. Rose J., Brian C., Woods J., Pappa A., Panayiotidis M.I., Powers R., Franco R. Mitochondrial dysfunction in glial cells: Implications for neuronal homeostasis and survival. Toxicology. 2017; 391: 109–115. doi: 10.1016/j.tox.2017.06.011

5. Dong Y., Brewer G.J. Global metabolic shifts in age and alzheimer’s disease mouse brains pivot at NAD+/NADH redox sites. J. Alzheimers Dis. 2019; 71 (1): 119–140. doi: 10.3233/JAD-190408

6. Katsyuba E., Romani M., Hofer D., Auwerx J. NAD+ homeostasis in health and disease. Nat. Metab. 2020; 2 (1): 9–31. doi: 10.1038/s42255-019-0161-5

7. Camacho-Pereira J., Tarragó M.G., Chini C.C.S., Nin V., Escande C., Warner G.M., Puranik A.S., Schoon R.A., Reid J.M., Galina A., Chini E.N. CD38 dictates age-related NAD decline and mitochondrial dysfunction through an sirt3-dependent mechanism. Cell Metab. 2016; 23 (6): 1127–1139. doi: 10.1016/j.cmet.2016.05.006

8. Chini E.N. CD38 as a regulator of cellular NAD: a novel potential pharmacological target for metabolic conditions. Curr. Pharm. Des. 2009; 15 (1): 57–63. doi: 10.2174/138161209787185788

9. Horenstein A.L., Faini A.C., Morandi F., Bracci C., Lanza F., Giuliani N., Paulus A., Malavasi F. The circular life of human cd38: from basic science to clinics and back. Molecules. 2020; 25 (20): 4844. doi: 10.3390/molecules25204844

10. Салмина А.Б., Инжутова А.И., Моргун А.В., Окунева О.С., Малиновская Н.А., Лопатина О.Л., Петрова М.М., Таранушенко Т.Е., Фурсов А.А., Кувачева Н.В. НАД+-конвертирующие ферменты в клетках нейрональной и глиальной природы: СD38 как новая молекула-мишень для нейропротекции. Вестн. РАМН. 2019; 67 (10): 29–37. doi: 10.15690/vramn.v67i10.413

11. Aksoy P., White T.A., Thompson M., Chini E.N. Regulation of intracellular levels of NAD: a novel role for CD38. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2006; 345 (4): 1386–1392. doi: 10.1016/j.bbrc.2006.05.042

12. Deaglio S., Morra M., Mallone R., Ausiello C.M., Prager E., Garbarino G., Dianzani U., Stockinger H., Malavasi F. Human CD38 (ADP-ribosyl cyclase) is a counter-receptor of CD31, an Ig superfamily member. J. Immunol. 1998; 160 (1): 395–402.

13. Higashida H., Salmina A.B., Olovyannikova R.Y., Hashii M., Yokoyama S., Koizumi K., Jin D., Liu H.X., Lopatina O., Amina S., Islam M.S., Huang J.J., Noda M. Cyclic ADP-ribose as a universal calcium signal molecule in the nervous system. Neurochem. Int. 2007; 51 (2-4): 192–199. doi: 10.1016/j.neuint.2007.06.023

14. Deaglio S., Mallone R., Baj G., Arnulfo A., Surico N., Dianzani U., Mehta K., Malavasi F. CD38/CD31, a receptor/ligand system ruling adhesion and signaling in human leukocytes. Chem. Immunol. 2000; 75: 99–120.

15. Malavasi F., Deaglio S., Funaro A., Ferrero E., Horenstein A.L., Ortolan E., Vaisitti T., Aydin S. Evolution and function of the ADP ribosyl cyclase/CD38 gene family in physiology and pathology. Physiol. Rev. 2008; 88 (3): 841–886. doi: 10.1152/physrev.00035.2007

16. Franco L., Guida L., Bruzzone S., Zocchi E., Usai C., de Flora A. The transmembrane glycoprotein CD38 is a catalytically active transporter responsible for generation and influx of the second messenger cyclic ADP-ribose across membranes. FASEB J. 1998; 12 (14): 1507–1520. doi: 10.1096/fasebj.12.14.1507

17. Song E.K., Rah S.Y., Lee Y.R., Yoo C.H., Kim Y.R., Yeom J.H., Park K.H., Kim J.S., Kim U.H., Han M.K. Connexin-43 hemichannels mediate cyclic ADP-ribose generation and its Ca2+-mobilizing activity by NAD+/cyclic ADP-ribose transport. J. Biol.Chem. 2011; 286 (52): 44480–44490. doi: 10.1074/jbc.M111.307645

18. Hayakawa K., Esposito E., Wang X., Terasaki Y., Liu Y., Xing C., Ji X., Lo E.H. Transfer of mitochondria from astrocytes to neurons after stroke. Nature. 2016; 535 (7613): 551–555. doi: 10.1038/nature18928

19. Guerreiro S., Privat A.L., Bressac L., Toulorge D. CD38 in neurodegeneration and neuroinflammation. Cells. 2020; 9 (2): 471. doi: 10.3390/cells9020471

20. Boslett J., Hemann C., Christofi F.L., Zweier J.L. Characterization of CD38 in the major cell types of the heart: endothelial cells highly express CD38 with activation by hypoxia-reoxygenation triggering NAD(P)H depletion. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2018; 314 (3): 297–309. doi: 10.1152/ajpcell.00139.2017

21. Epelbaum S., Youssef I., Lacor P.N., Chaurand P., Duplus E., Brugg B., Duyckaerts C., Delatour B. Acute amnestic encephalopathy in amyloid-β oligomer-injected mice is due to their widespread diffusion in vivo. Neurobiol. Aging. 2015; 36 (6): 2043– 2052. doi: 10.1016/j.neurobiolaging.2015.03.005

22. Sipos E., Kurunczi A., Kasza A., Horvath J., Felszeghy K., Laroche S., Toldi J., Parducz A., Penke B., Penke Z. Beta-amyloid pathology in the entorhinal cortex of rats induces memory deficits: implications for Alzheimer’s disease. Neuroscience. 2007; 147 (1): 28–36. doi: 10.1016/j.neuroscience.2007.04.011

23. Encinas J.M., Enikolopov G. Identifying and quantitating neural stem and progenitor cells in the adult brain. Methods Cell Biol. 2008; 85C: 243–272. doi: 10.1016/S0091-679X(08)85011-X

24. Zhu X.H., Lu M., Lee B.Y., Ugurbil K., Chen W. In vivo NAD assay reveals the intracellular NAD contents and redox state in healthy human brain and their age dependences. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2015; 112 (9): 2876–2881. doi: 10.1073/pnas.1417921112

25. Xie N., Zhang L., Gao W., Huang C., Huber P.E., Zhou X., Li C., Shen G., Zou B. NAD+ metabolism: pathophysiologic mechanisms and therapeutic potential. Signal Transduct. Target Ther. 2020; 5 (1): 227. doi: 10.1038/s41392-020-00311-7

26. Luengo A., Li Z., Gui D.Y., Sullivan L.B., Zagorulya M., Do B.T., Ferreira R., Naamati A., Ali A., Lewis C.A., Thomas C.J., Spranger S., Matheson N.J., Vander Heiden M.G. Increased demand for NAD+ relative to ATP drives aerobic glycolysis. Mol. Cell. 2021; 81 (4): 691–707. doi: 10.1016/j.molcel.2020.12.012

27. Braidy N., Berg J., Clement J., Khorshidi F., Poljak A., Jayasena T., Grant R., Sachdev P. Role of nicotinamide adenine dinucleotide and related precursors as therapeutic targets for age-related degenerative diseases: rationale, biochemistry, pharmacokinetics, and outcomes. Antioxid. Redox Signal. 2019; 30 (2): 251–294. doi: 10.1089/ars.2017.7269

28. Mills K.F., Yoshida S., Stein L.R., Grozio A., Kubota S., Sasaki Y., Redpath P., Migaud M.E., Apte R.S., Uchida K., Yoshino J., Imai S.I. Long-term administration of nicotinamide mononucleotide mitigates age-associated physiological decline in mice. Cell Metab. 2016; 24 (6): 795–806. doi: 10.1016/j.cmet.2016.09.013

29. Wang X., Hu X., Yang Y., Takata T., Sakurai T. Nicotinamide mononucleotide protects against β-amyloid oligomer-induced cognitive impairment and neuronal death. Brain Res. 2016; 1643: 1–9. doi: 10.1016/j.brainres.2016.04.060

30. Gerasimenko M., Cherepanov S.M., Furuhara K., Lopatina O., Salmina A.B., Shabalova A.A., Tsuji C., Yokoyama S., Ishihara K., Brenner C., Higashida H. Nicotinamide riboside supplementation corrects deficits in oxytocin, sociability and anxiety of CD157 mutants in a mouse model of autism spectrum disorder. Sci. Rep. 2020; 10 (1): 10035. doi: 10.1038/s41598-019-57236-7

31. Choi J.E., Mostoslavsky R. Sirtuins, metabolism, and DNA repair. Curr. Opin Genet. Dev. 2014; 26: 24–32. doi: 10.1016/j.gde.2014.05.005

32. Bruzzone S., Guida L., Zocchi E., Franco L., de Flora A. Connexin 43 hemi channels mediate Ca2+-regulated transmembrane NAD+ fluxes in intact cells. FASEB J. 2001; 15 (1): 10–12. doi: 10.1096/fj.00-0566fje

33. Clement J., Wong M., Poljak A., Sachdev P., Braidy N. The plasma NAD+ metabolome is dysregulated in «normal» aging. Rejuvenation Res. 2019; 22 (2): 121–130. doi: 10.1089/rej.2018.2077

34. Billington R.A., Travelli C., Ercolano E., Galli U., Roman C.B., Grolla A.A., Canonico P.L., Condorelli F., Genazzani A.A. Characterization of NAD uptake in mammalian cells. J. Biol. Chem. 2008; 283 (10): 6367–6374. doi: 10.1074/jbc.M706204200

35. Leung S.W.S., Shi Y. The glycolytic process in endothelial cells and its implications. Acta Pharmacol. Sin. 2021. doi: 10.1038/s41401-021-00647-y

36. Salmina A.B., Kuvacheva N.V., Morgun A.V., Komleva Y.K., Pozhilenkova E.A., Lopatina O.L., Gorina Y.V., Taranushenko T.E., Petrova L.L. Glycolysis-mediated control of blood-brain barrier development and function. Int. J. Biochem. Cell Biol. 2015; 64: 174–184. doi: 10.1016/j.biocel.2015.04.005