Белоксинтетическая активность пульмональных фибробластов белых крыс при окислительном стрессе

Пролинсодержащие пептиды обладают широким спектром биологических эффектов, в том числе антиоксидантных. Цель исследования – изучить влияние регуляторных пептидов глипролинового ряда на первичную культуру пульмональных фибробластов белых крыс в нормальных условиях и при окислительном стрессе. Материал и методы. На монослои первичной культуры фибробластов новорожденных белых крыс Wistar наносили растворы пептидов в различных дозах с использованием модели окислительного стресса, индуцированного H2O2. Результаты. После введения в культуральную среду глипролинов фиксировали увеличение площади ядрышек, положительно коррелирующее с возрастанием белоксинтетической активности. При моделировании окислительного стресса в культуре пульмональных фибробластов наблюдали уменьшение площади ядрышек. Заключение. Все изученные пептиды (Pro-Gly-Pro-Val в дозах 50, 100 и 500 мкг/л; Arg-ProGly-Pro и Pro-Gly-Pro-Leu в дозе 100 мкг/л; Thr-Lys-Pro-Arg-Pro-Gly-Pro в дозах 100 и 1000 мкг/л) в той или иной степени нивелировали эффект угнетения синтеза белка, возникающий вследствие окислительного стресса. Глипролины обладают протекторными свойствами на клеточном уровне in vitro.

1. Меньщикова Е.Б., Зенков Н.К., Ланкин В.З., Бондарь И.А., Труфакин В.А. Окислительный стресс: патологические состояния и заболевания. Новосибирск: АРТА, 2008. 248 с.

2. Денисова А.Е., Филиппенков И.Б., Ставчанский В.В., Дергунова Л.В., Лимборская С.А., Губский Л.В. Биологические эффекты глипролинов меланокортинового ряда. Фарматека. 2018;(5):26-30. doi: 10.18565/pharmateca.2018.5.26-30

3. Жуйкова С.Е. Глипролины – регуляторные пептиды с интегративным действием. Интегратив. физиол. 2020;1(4):303–316. doi: 10.33910/2687-12702020-1-4-303-316

4. Николаев С. В., Логвинов И. О., Колясникова К. Н., Антипова Т.А., Кузнецова Е.А., Антипов П.И. Нейропротекторные свойства in vitro новых глипролинов, замещенных по N-концу. Фармакокинет. и фармакодинам. 2020;(2):4–10. doi: 10.37489/2587-7836-2020-2-4-10

5. Ben-Sahra I., Manning B.D. mTORC1 signaling and the metabolic control of cell growth. Curr. Opin. Cell. Biol. 2017;(45):72–82. doi: 10.1016/j.ceb.2017.02.012

6. Tolstenok I.V., Fleishman M.Y., Sazonova E.N., Lebed’ko O.A., Maltseva I.M., Myasoedov N.F., Timoshin S.S. Effect of Proline-Containing Oligopeptides PGP and RGP on Proliferative and Protein-Synthesizing Activity of Cultured Pulmonary Fibroblasts under Conditions of Oxidative Stress. Bull. Exp. Biol. Med. 2016;161(1):184–186. doi: 10.1007/s10517-0163372-8

7. Fakan S., Hernandez-Verdun D. The nucleolus and the nucleolar organizer regions. Biol. Cell. 1986;56(3):189-205. doi: 10.1111/j.1768-322x.1986.tb00452.x

8. Данников, С.П., Квочко А.Н. Активность областей ядрышковых организаторов в ядрах подоцитов почечных клубочков у нутрий в постнатальном онтогенезе. Проблемы биологии продуктивных животных. 2019;(3):27–36. doi: 10.25687/1996-6733.prodanimbiol.2019.3.27-36

9. Sharma S., Zhang X., Azhar G., Patyal P., Verma A., Kc G., Wei J.Y. Valine improves mitochondrial function and protects against oxidative stress. Biosci. Biotechnol. Biochem. 2024;88(2):168-176. doi: 10.1093/bbb/zbad169

10. Xu M., Che L., Niu L., Wang L., Li M., Jiang D., Deng H., Chen W., Jiang Z. Molecular mechanism of valine and its metabolite in improving triglyceride synthesis of porcine intestinal epithelial cells. Sci. Rep. 2023;13(1):2933. doi: 10.1038/s41598-023-30036-w

11. Ahmad I., Ahmed I., Dar N.A. Dietary valine improved growth, immunity, enzymatic activities and expression of TOR signaling cascade genes in rainbow trout, Oncorhynchus mykiss fingerlings. Sci. Rep. 2021;11(1):22089. doi: 10.1038/s41598-021-01142-4

12. Rehman S.U, Ali R., Zhang H., Zafar M.H, Wang M. Research progress in the role and mechanism of Leucine in regulating animal growth and development. Front. Physiol. 2023;14:1252089. doi: 10.3389/fphys.2023.1252089

13. Liu C., Ji L., Hu J., Zhao Y., Johnston L.J, Zhang X., Ma X. Functional amino acids and autophagy: diverse signal transduction and application. Int. J. Mol. Sci. 2021;22(21):11427. doi: 10.3390/ijms222111427

14. Zhang J., Xu W., Yang Y., Zhang L., Wang T. Leucine alters blood parameters and regulates hepatic protein synthesis via mammalian/mechanistic target of rapamycin activation in intrauterine growth-restricted piglets. J. Anim. Sci. 2022;100(4):skac109. doi: 10.1093/jas/skac109

15. Liu N., Yang Y., Si X., Jia H., Zhang Y., Jiang D., Dai Z., Wu Z. L-Proline activates mammalian target of rapamycin complex 1 and modulates redox environment in porcine trophectoderm cells. Biomolecules. 2021;11(5):742. doi: 10.3390/biom11050742

16. Савина А.А., Воронина О.А., Боголюбова Н.В., Зайцев С.Ю. Амперометрическое детектирование антиоксидантной активности модельных и биологических жидкостей. Вестн. МГУ. Сер. 2. 2020;61(6):429-437. doi: 10.3103/s0027131420060061

17. Luo Y., Zhang Y., Xiong Z., Chen X., Sha A., Xiao W., Peng L., Zou L., Han J., Li Q. Peptides used for heavy metal remediation: A promising approach. Int. J. Mol. Sci. 2024;25(12):6717. doi: 10.3390/ijms25126717

18. Famuwagun A.A., Alashi A.M., Gbadamosi S.O., Taiwo K.A., Oyedele D., Adebooye O.C, Aluko R.E. Effect of protease type and peptide size on the in vitro antioxidant, antihypertensive and anti-diabetic activities of eggplant leaf protein hydrolysates. Foods. 2021;10(5):1112. doi: 10.3390/foods10051112

19. Kavi Kishor P.B., Suravajhala P., Rathnagiri P., Sreenivasulu N. Intriguing role of proline in redox potential conferring high temperature stress tolerance. Front. Plant Sci. 2022;13:867531. doi: 10.3389/fpls.2022.867531

20. Короткова Е.И., Дорожко Е.В., Букель М.В., Воронова О.А., Дьяконова Е.В., Петрова Е.В., Щербакова А.С. Исследование антиоксидантных свойств некоторых аминокислот методом вольтамперометрии. Сиб. мед. ж. (Томск). 2011;26(2-2);62–65.

21. Зенков Н.К., Колпаков А.Р., Меньщикова Е.Б. Редокс-чувствительная система Keap1/ Nrf2/ARE как фармакологическая мишень при сердечно-сосудистой патологии. Сиб. науч. мед. ж. 2015;35(5):5-25.

22. Summart R., Imsoonthornruksa S., Yongsawatdigul J., Ketudat-Cairns M., Udomsil N. Characterization and molecular docking of tetrapeptides with cellular antioxidant and ACE inhibitor properties from cricket (Acheta domesticus) protein hydrolysate. Heliyon. 2024;10(15):e35156. doi: 10.1016/j.heliyon.2024.e35156

23. Mitchell W., Ng E.A., Tamucci J.D., Boyd K.J, Sathappa M., Coscia A., Pan M., Han X., Eddy N.A., May E.R., Szeto H.H., Alder N.N. The mitochondria-targeted peptide SS-31 binds lipid bilayers and modulates surface electrostatics as a key component of its mechanism of action. J. Biol. Chem. 2020;295(21):7452–7469. doi: 10.1074/jbc.RA119.012094

24. Флейшман М.Ю., Сальников А.А., Колесникова А.А., Малофей Ю.Б. Уровень апоптоза в клетках неокортекса и гиппокампа белых крыс после легкой черепно-мозговой травмы при введении глипролина. Сиб. науч. мед. ж. 2024;44(6):179–185. doi: 10.18699/SSMJ20240618

25. Колесникова А.А., Флейшман М.Ю., Малофей Ю.Б., Толстенок И.В., Дузенко Н.В., Сальников А.А. Сравнение эффектов трех глипролинов при пятидневном внутрибрюшинном введении. Сиб. науч. мед. ж. 2024;44(6):105–113. doi: 10.18699/sSMJ20240610

26. Li Y., Xiong Z., Yan W., Gao E., Cheng H., Wu G., Liu Y., Zhang L., Li C., Wang S., Fan M., Zhao H., Zhang F., Tao L. Branched chain amino acids exacerbate myocardial ischemia/reperfusion vulnerability via enhancing GCN2/ATF6/PPAR-α pathway-dependent fatty acid oxidation. Theranostics. 2020;10(12):56235640. doi: 10.7150/thno.44836

27. Wu S., Liu X., Cheng L., Wang D., Qin G., Zhang X., Zhen Y., Wang T., Sun Z. Protective mechanism of leucine and isoleucine against H2O2-induced oxidative damage in bovine mammary epithelial cells. Oxid. Med. Cell. Longev. 2022;(2022):4013575. doi: 10.1155/2022/4013575