Минимально-манипулированные клеточные продукты жировой ткани и костного мозга для восстановления костной ткани, что выбрать? Систематический обзор

Согласно многочисленным данным, представленным в литературе, использование минимальноманипулированных клеточных продуктов с собственными мезенхимальными стволовыми клетками (МСК) улучшает результаты хирургического лечения повреждений костей. Однако в настоящее время отсутствует единое мнение по предпочтительному использованию МСК костного мозга или из жировой ткани. Это обусловлено накоплением положительного опыта их применения при восстановлении костных дефектов.

Цель работы – определение оптимального источника МСК для хирургической реконструкции костного дефекта.

Материал и методы. Поиск публикаций за 2021–2025 гг. осуществлялся в базах данных PubMed, eLIBRARY. RU, Google Scholar и других научных источниках. Отобраны исследования, которые содержали данные о применении МСК костного мозга и жировой ткани, а также о технике их применения. Согласно критериям PRISMA, скрининг прошли 16 публикаций, из которых 10 не содержали необходимых данных о концентрации клеточных компонентов и технике их применения. Таким образом, был проведен количественный анализ данных 6 публикаций.

Результаты и их обсуждение. В настоящее время методика получения и приготовления минимально­манипулированных клеточных продуктов с МСК костного мозга для целей хирургического лечения в травматологии и ортопедии является технически более простой и требует меньших временных затрат, чем методика с МСК жировой ткани. Это может быть одной из причин превалирования количества публикаций с описанием использования МСК костного мозга в клинической практике. Использование МСК в зоне хирургической реконструкции костного дефекта является необходимым, однако единое мнение о лучшем источнике МСК отсутствует.

Заключение. По данным проведенного анализа литературных источников, методика с применением МСК костного мозга имеет преимущество за счет сокращения длительности операции, однако эффективность клеточной фракции аспирата костного мозга может быть значительна снижена погрешностями проведения методики забора и состава самого аспирата. Техники с использованием МСК жировой ткани обусловлены меньшим количеством погрешностей, но более длительным по времени вмешательством. При этом достоверно важными факторами для увеличения эффективности хирургического лечения костных дефектов с использованием минимально­манипулированных клеточных продуктов с МСК являются гетерогенность и достаточное количество клеточной фракции (не более 1 млн клеток), а также наличие матрицы­носителя.

1. Хоминец В.В., Калюжная-Земляная Л.И., Гранкин А.С., Федоров Р.А., Волов Д.А., Комаров А.В. Эволюция методов, технологий и материалов для восполнения дефектов костной ткани (научный обзор). Профилакт. и клин. мед. 2022;(4):25–34. doi: 10.47843/2074-9120_2022_4_25

2. Bone cell biomechanics, mechanobiology and bone diseases. Eds. A.R. Qian, L. Hu. Elsevier, 2023. P. 229–234.

3. Анастасиева Е.А., Черданцева Л.А., Толстикова Т.Г., Кирилова И.А. Использование депротеинизированной костной ткани в качестве матрицы тканеинженерной конструкции: экспериментальное исследование. Травматол. и ортопедия России. 2023;29(1):46–59. doi: 10.17816/2311-2905-2016

4. Черданцева Л.А., Анастасиева Е.А., Егорихина М.Н., Алейник Д.Я., Медведчиков А.Е., Шаркеев Ю.П., Кирилова И.А. Влияние структурных характеристик депротеинизированной губчатой кости на активность мезенхимных стромальных клеток жировой ткани. Бюл. эксперим. биол. и мед. 2023;176(10):520–524. doi: 10.47056/0365-9615-2023-176-10-520-524

5. Физико-химические и механические свойства внеклеточного матрикса как сигналы для управления пролиферацией, дифференцировкой, подвижностью и таксисом клеток. Ред. И.А. Кирилова. М.: Физматлит, 2021. 243 с.

6. Serchan W.A. Adipose stem cell-seeded scaffolds for regeneration of segmental bone defects: abstract of thesis ... doct. med. sciences. Thessaloniki, 2024.

7. Ревокатова Д.П., Зурина И.М., Горкун А.А., Сабурина И.Н. Современные подходы к созданию васкуляризированных костных биоэквивалентов. Патол. физиол. и эксперим. терапия. 2022;66(3):151–165. doi: 10.25557/0031-2991.2022.03.151-165

8. Pramanik K. Stem cell and tissue engineering: bone, cartilage, and associated joint tissue defects. CRC Press, 2024, 354 p.

9. Kavaseri K. Cell therapy and mechanical stimulation to enhance bone defect healing. McGill University (Canada), 2021.

10. Мелерзанов А., Мантурова Н. Минимально манипулированный клеточный продукт в пластической хирургии и регенеративной медицине. Врач. 2015;26(8):78–80.

11. Айрапетов Г.А., Аксененко А.В., Алексеева Л.И., Астрелина Т.А., Ахпашев А.А., Ахтямов И.Ф., Бонарцев А.П., Бялик Е.И., Воробьев К.А., Воротников А.А., ... Ярыгин Н.В. Минимально манипулированные клеточные продукты. Приоровские чтения 2021 «Ортобиология»: сб. тез. докл. IX Междунар. конф. Москва, 23–24 апреля 2021. Воронеж: Научная книга, 2022. С. 100–121.

12. Understanding the minimal manipulation method of preparation for biologicals. Australian Regulatory Guidelines for Biologicals. Available at: https://www.tga.gov.au/resources/guidance/understanding-minimal-manipulation-method-preparation-biologicals

13. Bouhlouli M., Izadi N., Khojasteh A. Various cell therapy approaches for bone diseases in the controlled clinical trials: a systematic review and meta-analysis study. Curr. Stem. Cell. Res. Ther. 2021;16(4):481–492. doi: 10.2174/1574888X16666201201104927

14. Bai Y., Yin G., Huang Z., Liao X., Chen X., Yao Y., Pu X. Localized delivery of growth factors for angiogenesis and bone formation in tissue engineering. Int. Immunopharmacol. 2013;16(2):214–223. doi: 10.1016/j.intimp.2013.04.001

15. Ho-Shui-Ling A., Bolander J., Rustom L.E., Johnson A.W., Luyten F.P., Picart C. Bone regeneration strategies: Engineered scaffolds, bioactive molecules and stem cells current stage and future perspectives. Biomaterials. 2018;180:143–162. doi: 10.1016/j.biomaterials.2018.07.017

16. Hu K., Olsen B.R. Osteoblast-derived VEGF regulates osteoblast differentiation and bone formation during bone repair. J. Clin. Invest. 2016;126(2):509–526. doi: 10.1172/JCI82585

17. Street J., Bao M., de Guzman L., Bunting S., Peale F.V. Jr., Ferrara N., Steinmetz H., Hoeffel J., Cleland J.L., Daugherty A., … Filvaroff E.H. Vascular endothelial growth factor stimulates bone repair by promoting angiogenesis and bone turnover. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002;99(15):9656–9661. doi: 10.1073/pnas.152324099

18. Li G., Li Z., Li L., Liu S., Wu P., Zhou M., Li C., Li X., Luo G., Zhang J. Stem cell-niche engineering via multifunctional hydrogel potentiates stem cell therapies for inflammatory bone loss. Advanced Functional Materials. 2023;33(2):2209466.

19. Boretti G., Giordano E., Ionita M., Vlasceanu G.M., Sigurjónsson Ó.E., Gargiulo P., Lovecchio J. Human bone-marrow-derived stem-cell-seeded 3d chitosan-gelatin-genipin scaffolds show enhanced extracellular matrix mineralization when cultured under a perfusion flow in osteogenic medium. Materials (Basel). 2023;16(17):5898. doi: 10.3390/ma16175898

20. Mc Ilvaine R. Mesenchymal stem cell time to confluence on 3d printed, porous, poly (propylene fumarate) scaffolds for bone tissue engineering: abstract of thesis ... doct. med. sciences. Ohio, 2022.

21. Quek J., Vizetto-Duarte C., Teoh S.H., Choo Y. Towards stem cell therapy for critical-sized segmental bone defects: current trends and challenges on the path to clinical translation. J. Funct. Biomater. 2024;15(6):145. doi: 10.3390/jfb15060145

22. Zhang S., Lu C., Zheng S., Hong G.. Hydrogel loaded with bone marrow stromal cell-derived exosomes promotes bone regeneration by inhibiting inflammatory responses and angiogenesis. World J. Stem Cells. 2024;16(5):499–511. doi: 10.4252/wjsc. v16.i5.499

23. Banimohamad-Shotorbani B., Karkan S.F., Rahbarghazi R., Mehdipour A., Jarolmasjed S., Saghati S., Shafaei H. Application of mesenchymal stem cell sheet for regeneration of craniomaxillofacial bone defects. Stem Cell Res. Ther. 2023;14(1):68. doi: 10.1186/s13287-023-03309-4

24. Alemdar C. Mesenchymal stem cell therapy from bone marrow and associated orthobiologic treatments: stem cell therapy and orthopaedic. Ulus Medical Journal. 2023;1(3):66–73. doi: 10.5281/zenodo.10553463

25. Berveglieri L., Vannini F., Ramponi L., Boffa A., Cavallo C., Cenacchi A., Filardo G., Buda R., Faldini C. The influence of cell and platelet number on clinical outcomes provided by a one-step scaffold transplantation with bone marrow concentrate for the treatment of osteochondral lesions of the talus. Foot Ankle Surg. 2025;31(6):486–491. doi: 10.1016/j.fas.2025.01.014

26. Chow S.K., Gao Q., Pius A., Morita M., Ergul Y., Murayama M., Shinohara I., Cekuc M.S., Ma C., Susuki Y., Goodman S.B. The advantages and shortcomings of stem cell therapy for enhanced bone healing. Tissue Eng. Part C. Methods. 2024;30(10):415–430. doi: 10.1089/ten.TEC.2024.0252

27. Chen Y., Li Y., Lu F., Dong Z. Endogenous bone marrow-derived stem cell mobilization and homing for in situ tissue regeneration. Stem Cells. 2023;41(6):541–551. doi: 10.1093/stmcls/sxad026

28. El-Hashash A. Stem cell innovation in bone and joint health and diseases: general conclusions, challenges and prospectives. In: Joint and Bone. Texas: Academic Press, 2023. 205–211.

29. Wang L., Luo D., Wu J., Xie K., Guo Y., Gan Y., Wu W., Hao Y. A clinical study on bone defect reconstruction and functional recovery in benign bone tumors of the lower extremity, treated by bone marrow mesenchymal stem cell rapid screening-enrichment-composite system. World J. Surg. Oncol. 2021;19(1):98. doi: 10.1186/s12957-021-02198-2

30. Hernigou P., Homma Y., Hernigou J., Flouzat Lachaniette C.H., Rouard H., Verrier S. Mesenchymal stem cell therapy for bone repair of human hip osteonecrosis with bilateral match-control evaluation: impact of tissue source, cell count, disease stage, and volume size on 908 hips. Cells. 2024;13(9):776. doi: 10.3390/cells13090776

31. Velkovski V., Shabani I., Kamnar V., Gavrilovski A., Todorova T., Doksevska-Bogojevska M., Popovska D., Samardziski M., NikolikjDimitrova E.Analysis of results after surgical application of bone marrow aspirate stem cell concentrate in the treatment of avascular necrosis of the femoral head. Pril. (Makedon Akad. Nauk. Umet. Odd. Med. Nauki). 2023;44(1):79–87. doi: 10.2478/prilozi-2023-0009

32. Toosi S., Naderi-Meshkin H., Moradi A., Daliri M., Moghimi V., Majd H.M., Sahebkar A.H., Heirani-Tabasi A., Behravan J. Scaphoid bone nonunions: clinical and functional outcomes of collagen/pga scaffolds and cell-based therapy. ACS Biomater. Sci. Eng. 2023;9(4):1928–1939. doi: 10.1021/acsbiomaterials.2c00677

33. Zhang H., Xia D., Wu J., Hao Z., Wang P., Xu S., Zhang Y. Analysis of curative effect of percutaneous autologous bone marrow cell transplantation for treating nonunion under laser positioning and navigation guidance Materials Express. 2021;11(1):133–141. doi: 10.1166/mex.2021.1873

34. Kizu Y., Ishii R., Matsumoto N., Saito I. Retrospective study on the effect of adipose stem cell transplantation on jaw bone regeneration. Int. J. Implant Dent. 2024;10(1):3. doi: 10.1186/s40729-024-00523-4

35. Gómez-Barrena E., Padilla-Eguiluz N.G., Rosset P., Hernigou P., Baldini N., Ciapetti G., GonzaloDaganzo R.M., Avendaño-Solá C., Rouard H., Giordano R., … On Behalf Of The Reborne Consortium. On behalf of the reborne consortium. Osteonecrosis of the femoral head safely healed with autologous, expanded, bone marrow-derived mesenchymal stromal cells in a multicentric trial with minimum 5 years follow-up. J. Clin. Med. 2021;10(3):508. doi: 10.3390/jcm10030508

36. Veronesi E., Murgia A., Caselli A., Grisendi G., Piccinno M.S., Rasini V., Giordano R., Montemurro T., Bourin P., Sensebé L., … Dominici M. Transportation conditions for prompt use of ex vivo expanded and freshly harvested clinical-grade bone marrow mesenchymal stromal/stem cells for bone regeneration. Tissue Eng. Part C. Methods. 2014;20(3):239–251. doi: 10.1089/ten.TEC.2013.0250

37. Homma Y., Kaneko K., Hernigou P. Supercharging allografts with mesenchymal stem cells in the operating room during hip revision. Int. Orthop. 2014;38(10):2033–2044. doi: 10.1007/s00264-013-2221-x

38. Gangji V., de Maertelaer V., Hauzeur J.P. Autologous bone marrow cell implantation in the treatment of non-traumatic osteonecrosis of the femoral head: Five year follow-up of a prospective controlled study. Bone. 2011;49(5):1005–1009. doi: 10.1016/j.bone.2011.07.032

39. Horenberg A.L., Rindone A.N., Grayson W.L. Engineering bone from fat: A review of the in vivo mechanisms of adipose derived stem cell-mediated bone regeneration. Progress in Biomedical Engineering. 2021;3(4):042002. doi: 10.1088/2516-1091/ac1522

40. Романцова Т.И. Жировая ткань: цвета, депо и функции. Ожирение и метаболизм. 2021;18(3):282–301. doi: 10.14341/omet12748

41. Labusca L. Adipose tissue in bone regeneration stem cell source and beyond. World J. Stem. Cells. 2022;14(6):372–392. doi: 10.4252/wjsc.v14.i6.372

42. Yuan D., El-Hashash A. Cutting edge research on stem cell applications in joint, cartilage, and bone repair and regeneration. In: Joint and Bone. Texas: Academic Press, 2023. P. 1–21.

43. Mc Cance, Kathryn L., Sue E. Huether. Pathophysiology: The Biologic Basis for Disease in Adults and Children. Utah: Mosby Elsevier, 2010. P. 4493–4497.

44. Li C., Mills Z., Zheng Z. Novel cell sources for bone regeneration. Med. Comm. 2021;2(2):145–174. doi: 10.1002/mco2.51

45. Issabekova A., Kudaibergen G., Sekenova A., Dairov A., Sarsenova M., Mukhlis S., Temirzhan A., Baidarbekov M., Eskendirova S., Ogay V. The therapeutic potential of pericytes in bone tissue regeneration. Biomedicines. 2023;12(1):21. doi: 10.3390/biomedicines12010021

46. Ganguly P., El-Jawhari J.J., Vun J., Giannoudis P.V., Jones E.A. Evaluation of human bone marrow mesenchymal stromal cell (MSC) functions on a biomorphic rattan-wood-derived scaffold: a comparison between cultured and uncultured MSCS. Bioengineering (Basel). 2021;9(1):1. doi: 10.3390/bioengineer-ing901000147.

47. Che X., Kim H.J., Jin X., Kim J.W., Park K.H., Lim J.O., Kyung H.S., Oh C.W., Choi J.Y. Bone marrow stem cell population in singleand multiplelevel aspiration. Biomedicines. 2024;12(12):2731. doi: 10.3390/biomedicines12122731

48. Mantripragada V.P., Boehm C., Bova W., Briskin I., Piuzzi N.S., Muschler G.F. Patient age and cell concentration influence prevalence and concentration of progenitors in bone marrow aspirates: an analysis of 436 patients. J. Bone Joint Surg. Am. 2021;103(17):1628–1636. doi: 10.2106/JBJS.20.02055

49. Yang Z.H., Zhang T.Y., Chen F.Z., Xie Y., Tan P.C., Li Q.F., Zhou S.B. Effect of age, harvest site and body mass index on the cell composition of the stromal vascular fraction. Plast. Reconstr. Surg. 2025;156(2):253–262. doi: 10.1097/PRS.0000000000011970

50. Karadağ Sarı E.Ç., Ovalı E. Factors affecting the population of mesenchymal stem cells in adiposederived stromal vascular fraction. Balkan Med. J. 2022;39(6):386–392. doi: 10.4274/balkanmedj.galenos.2022.2022-5-50