Гистологические изменения легких и показатели инфекционного процесса у морских свинок при моделировании SARS-CoV-2инфекции

Лабораторные животные позволяют моделировать инфекционные заболевания для изучения патогенеза и проведения испытаний лекарственных средств. Создание животных моделей, наиболее точно воспроизводящих COVID-19, перспективно для оценки эффективности препаратов и вакцин в отношении вируса SARS-CoV-2. Цель работы – изучение гистологических изменений легких и других показателей инфекционного процесса при моделировании COVID-19 на морских свинках как виде лабораторных животных, восприимчивых к вирусу SARS-CoV-2.

Материал и методы. В эксперименте использовали 12 морских свинок обоего пола, инфицированных геновариантом альфа SARS-CoV-2. Динамику вирусной нагрузки определяли в назальных смывах по ОТ-ПЦР; содержание антител к SARS-CoV-2 в сыворотке крови измеряли методом твердофазного ИФА; титр нейтрализующих антител оценивали в реакции нейтрализации на культуре клеток Vero Е6. Для сравнения исследовано 12 аутопсий легких пациентов, инфицированных SARS-CoV-2 (подтверждено результатом ПЦР-анализа) и погибших в результате пневмонии. Структурные изменения легких аутопсийных и экспериментальных образцов изучали на парафиновых срезах, окрашенных гематоксилином и эозином.

Результаты. После интраназального заражения геновариантом альфа SARS-CoV-2 в дозе 4lg ТЦД₅₀ (доза, инфицирующая 50 % культуры клеток с цитопатическим действием в 50 % клеток монослоя) в носовой полости и легких морских свинок выявлен низкий уровень вирусной нагрузки с высокими темпами элиминации. На третьи и пятые сутки у самцов в образцах назальных смывов вирусная нагрузка была более высокой (р < 0,05), позже седьмых суток РНК вируса не определялась. В сыворотке крови морских свинок на 15-е сутки были обнаружены антитела к SARS-CoV-2. При титре нейтрализующих антител 1:100 для всех животных у самок показатели коэффициента позитивности были в 2 раза выше. У павших и выведенных на 15-е сутки из эксперимента животных регистрировали гистологически подтвержденную тяжелую вирусную пневмонию, аналогичную изменениям в аутопсийном материале пациентов с COVID-19.

Заключение. Гистологические изменения легких морских свинок при моделировании SARS-CoV-2-инфекции свидетельствуют о восприимчивости данного вида животных к изучаемому возбудителю с воспроизведением заболевания у пациентов, что позволяет рассматривать их как перспективную животную модель COVID-19 для разработки средств профилактики и лечения заболевания.

1. Li L., Shi K., Gu Y., Xu Z., Shu C., Li D., Sun J., Cong M., Li X., Zhao X., … Gao G.F. Spike structures, receptor binding, and immune escape of recently circulating SARS-CoV-2 Omicron BA.2.86, JN.1, EG.5, EG.5.1, and HV.1 sub-variants. Structure. 2024;32(8):1055–1067.e6. doi: 10.1016/j.str.2024.06.012

2. Alam M.S. Insight into SARS-CoV-2 Omicron variant immune escape possibility and variant independent potential therapeutic opportunities. Heliyon. 2023;9(2):e13285. doi: 10.1016/j.heliyon.2023.e13285

3. Sutton T.C., Subbarao K. Development of animal models against emerging coronaviruses: From SARS to MERS coronavirus. Virology. 2015;479-480:247–258. doi: 10.1016/j.virol.2015.02.030

4. Sun S.H., Chen Q., Gu H.J., Yang G., Wang Y.X., Huang X.Y., Liu S.S., Zhang N.N., Li X.F., Xiong R., … Wang Y.C. A mouse model of SARS-CoV-2 infection and pathogenesis. Cell. Host. Microbe. 2020;28(1):124– 133.e4. doi: 10.1016/j.chom.2020.05.020

5. Dolskiy A.A., Gudymo A.S., Taranov O.S., Grishchenko I.V., Shitik E.M., Prokopov D.Y., Soldatov V.O., Sobolevskaya E.V., Bodnev S.A., Danilchenko N.V., … Yudkin D.V. The tissue distribution of SARS-CoV-2 in transgenic mice with inducible ubiquitous expression of hACE2. Front. Mol. Biosci. 2022;8:821506. doi: 10.3389/fmolb.2021.821506

6. Шиповалов А.В., Кудров Г.А., Томилов А.А., Боднев С.А., Болдырев Н.Д., Овчинникова А.С., Зайковская А.В., Таранов О.С., Ивлева Е.К., Пьянков О.В., Максютов Р.А. Патогенность вызывающих обеспокоенность вариантов вируса SARS-CoV-2 для сирийского хомячка. Пробл. особо опас. инфекций. 2022;(3):164–169. doi:10.21055/0370-1069-2022-3-164-169

7. Ciurkiewicz M., Armando F., Schreiner T., de Buhr N., Pilchová V., Krupp-Buzimikic V., Gabriel G., von Köckritz-Blickwede M., Baumgärtner W., Schulz C., Gerhauser I. Ferrets are valuable models for SARS-CoV-2 research. Vet. Pathol. 2022;59(4):661– 672. doi: 10.1177/03009858211071012

8. Cross R.W., Agans K.N., Prasad A.N., Borisevich V., Woolsey C., Deer D.J., Dobias N.S., Geisbert J.B., Fenton K.A., Geisbert T.W. Intranasal exposure of African green monkeys to SARS-CoV-2 results in acute phase pneumonia with shedding and lung injury still present in the early convalescence phase. Virol. J. 2020;17(1):125. doi: 10.1186/s12985-020-01396-w

9. Williamson B.N., Feldmann F., Schwarz B., Meade-White K., Porter D.P., Schulz J., van Doremalen N., Leighton I., Yinda C.K., Pérez-Pérez L., … de Wit E. Clinical benefit of remdesivir in rhesus macaques infected with SARS-CoV-2. Nature. 2020;585(7824):273–276. doi: 10.1038/s41586-020-2423-5

10. Padilla-Carlin D.J., McMurray D.N., Hickey A.J. The guinea pig as a model of infectious diseases. Comp. Med. 2008;58(4):324–340.

11. Supasa P., Zhou D., Dejnirattisai W., Liu C., Mentzer A.J., Ginn H.M., Zhao Y., Duyvesteyn H.M.E., Nutalai R., Tuekprakhon A., … Screaton G.R. Reduced neutralization of SARS-CoV-2 B.1.1.7 variant by convalescent and vaccine sera. Cell. 2021;184(8):2201– 2211.e7. doi: 10.1016/j.cell.2021.02.033

12. Saito A., Irie T., Suzuki R., Maemura T., Nasser H., Uriu K., Kosugi Y., Shirakawa K., Sadamasu K., Kimura I., … Sato K. Enhanced fusogenicity and pathogenicity of SARS-CoV-2 Delta P681R mutation. Nature. 2022;602(7896):300–306. doi: 10.1038/s41586-021-04266-9

13. Ковалев А.В., Франк Г.А., Минаева П.В., Тучик Е.С. Исследование умерших с подозрением на коронавирусную инфекцию (COVID-19): Временные методические рекомендации. М., 2020. 85 с.

14. Matchett C.A., Marr R., Berard F.M., Cawthon A.G., Swing S.P. The laboratory ferret. Laboratory animal pocket reference. New York: CRC Press, 2012. 128 р.

15. Reed L.J., Muench H. A simple method of estimating fifty per cent endpoints. Am. J. Hyg. 1938;27(3):493–497. doi: 10.1093/oxfordjournals.aje.a118408

16. Зайковская А.В., Евсеенко В.А., Олькин С.Е., Пьянков О.В. Изучение антигенных свойств штаммов коронавируса SARS-CoV-2, выделенных на территории РФ в 2020–2022 гг., в реакции нейтрализации с использованием гипериммунных сывороток мышей. Инфекция и иммунитет. 2023;13(1):37–45. doi: 10.15789/2220-7619-IAF-1998

17. Самсонова М.В., Михалева Л.М., ЗайратьянцО.В., ВарясинВ.В., БыкановаА.В., МишневО.Д., Березовский Ю.С., Тишкевич О.А., Гомзикова Е.А., Черняев А.Л., Хованская Т.Н. Патология легких при COVID-19 в Москве. Арх. патол. 2020;82(4):32–40. doi: 10.17116/patol20208204132

18. Wölfel R., Corman V.M., Guggemos W., Seilmaier M., Zange S., Müller M.A., Niemeyer D., Jones T.C., Vollmar P., Rothe C., … Wendtner C. Virological assessment of hospitalized patients with COVID-2019. Nature. 2020;581(7809):465–469. doi: 10.1038/s41586-020-2196-x

19. Zhang Y., Xiao M., Zhang S., Xia P., Cao W., Jiang W., Chen H., Ding X., Zhao H., Zhang H., … Zhang S. Coagulopathy and antiphospholipid antibodies in patients with Covid-19. N Engl J Med. 2020;382(17):e38. doi: 10.1056/NEJMc2007575

20. Rajah M.M., Bernier A., Buchrieser J., Schwartz O. The mechanism and consequences of SARS-CoV-2 spike-mediated fusion and syncytia formation. J. Mol. Biol. 2022;434(6):167280. doi: 10.1016/j.jmb.2021.167280

21. Bussani R., Schneider E., Zentilin L., Collesi C., Ali H., Braga L., Volpe M.C., Colliva A., Zanconati F., Berlot G., … Giacca M. Persistence of viral RNA, pneumocyte syncytia and thrombosis are hallmarks of advanced COVID-19 pathology. EBioMedicine. 2020;61:103104. doi: 10.1016/j.ebiom.2020.103104

22. Dhakal S., Ruiz-Bedoya C.A., Zhou R., Creisher P.S., Villano J.S., Littlefield K., Ruelas Castillo J., Marinho P., Jedlicka A.E., … Johns Hopkins COVID-19 Hamster Study Group. Sex differences in lung imaging and SARS-CoV-2 antibody responses in a COVID-19 golden syrian hamster model. mBio. 2021;12(4):e0097421. doi: 10.1128/mBio.00974-21

23. Elderman M., Hugenholtz F., Belzer C., Boekschoten M., van Beek A., de Haan B., Savelkoul H., de Vos P., Faas M. Sex and strain dependent differences in mucosal immunology and microbiota composition in mice. Biol. Sex. Differ. 2018;9(1):1–18. doi: 10.1186/s13293-018-0186-6

24. Marik P.E., DePerrior S.E., Ahmad Q., Dodani S. Gender-based disparities in COVID-19 patient outcomes. J. Investig. Med. 2021:jim-2020– 001641. doi: 10.1136/jim-2020-001641

25. Michita R.T., Mysorekar I.U. Golden syrian hamsters as a model for revisiting the role of biological sex differences in SARS-CoV-2 infection. mbio. 2021;12(6):e0184821. doi: 10.1128/mBio.01848-21

26. Xu Z., Shi L., Wang Y., Zhang J., Huang L., Zhang C., Liu S., Zhao P., Liu H., Zhu L., … Wang F.S. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. Lancet Respir. Med. 2020;8(4):420–422. doi: 10.1016/S2213-2600(20)30076-X

27. Wang D., Hu B., Hu C., Zhu F., Liu X., Zhang J., Wang B., Xiang H., Cheng Z., Xiong Y., … Peng Z. Clinical characteristics of 138 hospitalized patients with 2019 novel coronavirus-infected pneumonia in Wuhan, China. JAMA. 2020;323(11):1061–1069. doi: 10.1001/jama.2020.1585

28. Iwatsuki-Horimoto K., Kiso M., Ito M., Yamayoshi S., Kawaoka Y. Sensitivity of rodents to SARSCoV-2: Gerbils are susceptible to SARS-CoV-2, but guinea pigs are not. Npj Viruses. 2024;2(1):59. doi: 10.1038/s44298-024-00068-8

29. Wei C., Datta P.K., Siegerist F., Li J., Yashwanth S., Koh K.H., Kriho N.W., Ismail A., Luo S., … Reiser J. SuPAR mediates viral response proteinuria by rapidly changing podocyte function. Nat. Commun. 2023;14(1):4414. doi: 10.1038/s41467-023-40165-5

30. Park C., Hwang I.Y., Yan S.L., Vimonpatranon S., Wei D., Van Ryk D., Girard A., Cicala C., Arthos J., Kehrl J.H. Murine alveolar macrophages rapidly accumulate intranasally administered SARSCoV-2 Spike protein leading to neutrophil recruitment and damage. Elife. 2024;12:RP86764. doi: 10.7554/eLife.86764

31. Paidi R.K., Jana M., Mishra R.K., Dutta D., Raha S., Pahan K. ACE-2-interacting domain of SARS-CoV-2 (AIDS) peptide suppresses inflammation to reduce fever and protect lungs and heart in mice: Implications for COVID-19 therapy. J. Neuroimmune Pharmacol. 2021;16(1):59–70. doi: 10.1007/s11481-020-09979-8

32. Seneff S., Kyriakopoulos A.M., Nigh G., McCullough P.A. A potential role of the spike protein in neurodegenerative diseases: A narrative review. Cureus. 2023;15(2):e34872. doi: 10.7759/cureus.34872

33. Grobbelaar L.M., Venter C., Vlok M., Ngoepe M., Laubscher G.J., Lourens P.J., Steenkamp J., Kell D.B., Pretorius E. SARS-CoV-2 spike protein S1 induces fibrin(ogen) resistant to fibrinolysis: Implications for microclot formation in COVID-19. Biosci. Rep. 2021;41(8):BSR20210611. doi: 10.1042/BSR20210611

34. Тодоров C.С., Казьмин А.С., Дерибас В.Ю., Тодоров С.С. (мл.). Патологическая анатомия поражения сосудов легких при COVID-19. Клин. и эксперим. морфол. 2022;11(2):6–12. doi: 10.31088/CEM2022.11.2.6-12

35. Dietert K., Gutbier B., Wienhold S.M., Reppe K., Jiang X., Yao L., Chaput C., Naujoks J., Brack M., Kupke A., … Gruber A.D. Spectrum of pathogen- and model-specific histopathologies in mouse models of acute pneumonia. PLoS One. 2017;12(11):e0188251. doi: 10.1371/journal.pone.0188251

36. Almansa R., Martínez-Orellana P., Rico L., Iglesias V., Ortega A., Vidaña B., Martínez J., Expósito A., Montoya M., Bermejo-Martin J.F. Pulmonary transcriptomic responses indicate a dual role of inflammation in pneumonia development and viral clearance during 2009 pandemic influenza infection. PeerJ. 2017;5:e3915. doi: 10.7717/peerj.3915