Клетки пуповины и пуповинной крови, перспективные для биобанкирования: систематический обзор

Биобанки создаются и функционируют в интересах государственной безопасности, лечения социально-значимых заболеваний. Высокая востребованность биобанкирования пуповины и пуповинной крови привела к возникновению специализированных структур – банков пуповинной крови.
Цель исследования – систематизировать литературные данные о клеточном составе пуповины и пуповинной крови как объекте биобанкирования.
Материал и методы. В обзор включены литературные источники, включающие данные о клеточном составе пуповины и пуповинной крови как объекте биобанкирования, представленные в базах данных eLibrary, PubMed, Scopus.
Результаты и их обсуждение. Пуповинная кровь существенно отличается от крови новорожденного даже в первые часы его жизни. В состав пуповины и пуповинной крови входят стволовые клетки (мезенхимальные, гемопоэтические, нейральные, очень маленькие, похожие на эмбриональные (very small embryonic-like stem cells, VSELSC), эндотелиальные предшественники), дифференцированные клетки гематогенного дифферона (моноциты, гранулоциты, лимфоциты), а также секретируемые ими экзосомы. Дифференцированные клетки гематогенного дифферона отличаются снижением фагоцитарной и цитототоксической активности, что ассоциировано со способностью экзосом мононуклеаров ингибировать воспаление, пролиферацию клеток и продукцию цитокинов, а также способствовать переходу от фенотипа Th1 или Th17 к фенотипу T-регуляторных лимфоцитов. Пуповинная кровь является богатым источником Т-клеток с мощной супрессивной активностью. В зависимости от клетки-продуцента, экзосомы могут обладать разными модулирующими характеристиками. Мезенхимальные стволовые клетки пупочного канатика отличаются высоким клоногенным потенциалом, пролиферативной активностью и относительно низкой способностью дифференцироваться в сторону линии адипоцитов. Наличие нейральных стволовых клеток в пуповинной крови может объяснять высокую эффективность клеточной терапии повреждений нервной системы с использованием пуповины и пуповиной крови.
Заключение. Биобанкирование клеток пуповины и пуповинной крови является перспективным направлением регенераторной медицины. Наибольшие перспективы в области клеточной терапии и производства экзосом открывает раздельная криоконсервация мезенхимальных, гемопоэтических, нейральных стволовых клеток и VSELSC. Источником дополнительной информации для развития направления может стать изучение естественного микроокружения стволовых клеток – лейкоцитов пуповинной крови, а также развитие прикладных аспектов биобанкирования пуповины и пуповиной крови и аннотирования клеточного состава биообразцов.

1. Резник О.Н., Кузьмин Д.О., Скворцов А.Е., Резник А.О. Биобанки – неоценимый ресурс трансплантации. История, современное состояние, перспективы. Вестн. трансплантол. и искусств. органов. 2016;18(4):123–132. doi: 10.15825/1995-1191-2016-4-123-132

2. Менткевич Г.Л., Исаев А.А., Приходько А.В., Потапов И.В., Деев Р.В. О современном статусе и перспективах развития клинически значимых клеточных технологий: главное не мешать! Гены и клетки. 2020;15(4):6–13. doi: 10.23868/202012001

3. Романов Ю.А., Романов А.Ю. Ткани перинатального происхождения – уникальный источник клеток для регенеративной медицины. Часть I. Пуповинная кровь. Неонатол.: новости, мнения, обуч. 2018;6(2):64–67.

4. Romanov Y.A., Vtorushina V.V., Dugina T.N., Romanov A.Y., Petrova N.V. Human umbilical cord blood serum/plasma: cytokine profile and prospective application in regenerative medicine. Bull. Exp. Biol. Med. 2019;168(1):173–177. doi: 10.1007/s10517-019-04670-2

5. Михайлова А.А., Насыхова Ю.А., Муравьев А.И., Ефименко А.Ю., Глотов А.С. На пути к созданию общего глоссария биобанков Российской Федерации. Кардиоваскуляр. терапия и профилакт. 2020;19(6):134–148. doi:10.15829/1728-8800-2020-2710

6. Соколова Т.С., Каменских Е.М., Богута Д.В., Бахарева Ю.О., Федорова О.С. Обучение биобанкированию в структуре современного медицинского образования. Кардиоваскуляр. терапия и профилакт. 2022;21(11):97–104. doi:10.15829/1728-8800-2022-3380

7. Mushahary D., Spittler A., Kasper C., Weber V., Charwat V. Isolation, cultivation, and characterization of human mesenchymal stem cells. Cytometry A. 2018;93(1):19–31. doi: 10.1002/cyto.a.23242

8. Ибрагимов Р.Ш., Райкина Е.В., Осипова Е.Ю., Майорова О.А., Яковлева М.В., Румянцев С.А. Клеточный состав трансплантационного материала пуповинной и Г-КСФ мобилизованной периферической крови. Мед. вестн. Юга России. 2010;(2):26–34.

9. Hanna N., Vasquez P., Pham P., Heck D.E., Laskin J.D., Laskin D.L., Weinberger B. Mechanisms underlying reduced apoptosis in neonatal neutrophils. Pediatr. Res. 2005;57(1):56–62. doi: 10.1203/01.PDR.0000147568.14392.F0

10. Kraft J.D., Horzempa J., Davis C., Jung J.Y., Peña M.M., Robinson C.M. Neonatal macrophages express elevated levels of interleukin-27 that oppose immune responses. Immunology. 2013;139(4):484–493. doi: 10.1111/imm.12095

11. Hendricks D.W., Fink P.J. Recent thymic emigrants are biased against the T-helper type 1 and toward the T-helper type 2 effector lineage. Blood. 2011;117(4):1239–1249. doi: 10.1182/blood-2010-07-299263

12. Basha S., Surendran N., Pichichero M. Immune responses in neonates. Expert Rev. Clin. Immunol. 2014;10(9):1171–1184. doi: 10.1586/1744666X.2014.942288

13. Krueger J.G., Wharton K.A. Jr., Schlitt T., Suprun M., Torene R.I., Jiang X., Wang C.Q., Fuentes-Duculan J., Hartmann N., Peters T., … Hueber W. IL-17A inhibition by secukinumab induces early clinical, histopathologic, and molecular resolution of psoriasis. J. Allergy Clin. Immunol. 2019;144(3):750–763. doi: 10.1016/j.jaci.2019.04.029

14. Lai P., Weng J., Guo L., Chen X., Du X. Novel insights into MSC-EVs therapy for immune diseases. Biomark. Res. 2019;7:6. doi: 10.1186/s40364-019-0156-0

15. Engelmann I., Moeller U., Santamaria A., Kremsner P.G., Luty A.J. Differing activation status and immune effector molecule expression profiles of neonatal and maternal lymphocytes in an African population. Immunology. 2006;119(4):515–521. doi: 10.1111/j.1365-2567.2006.02466.x

16. Griffin D.O., Holodick N.E., Rothstein T.L. Human B1 cells in umbilical cord and adult peripheral blood express the novel phenotype CD20+ CD27+ CD43+ CD70-. J. Exp. Med. 2011;208(1):67–80. doi: 10.1084/jem.20101499

17. Ivarsson M.A., Loh L., Marquardt N., Kekäläinen E., Berglin L., Björkström N.K., Westgren M., Nixon D.F., Michaëlsson J. Differentiation and functional regulation of human fetal NK cells. J. Clin. Invest. 2013;123(9):3889–3901. doi: 10.1172/JCI68989

18. Rani S., Ryan A.E., Griffin M.D., Ritter T. Mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles: toward cell-free therapeutic applications. Mol. Ther. 2015;23(5):812–823. doi: 10.1038/mt.2015.44

19. Biobanking and cryopreservation of stem cells. Eds.: F. Karimi-Busheri, M. Weinfeld. Switzerland: Springer, 2016. 951 p. doi: 10.1007/978-3-319-45457-3

20. Тюмина О.В., Волчков С.Е., Овчинников П.А., Бугаков А.И., Потапов И.В., Приходько А.В., Приходько Е.М., Комарова О.В. Анализ деятельности банков пуповинной крови в Российской Федерации. Гены и клетки. 2023;18(3):205–218. doi: 10.23868/gc486812

21. Andrzejewska A., Lukomska B., Janowski M. Concise review: mesenchymal stem cells: from roots to boost. Stem Cells. 2019;37(7):855–864. doi: 10.1002/Stem3016

22. Bajpai V.K., Mistriotis P., Andreadis S.T. Clonal multipotency and effect of long-term in vitro expansion on differentiation potential of human hair follicle derived mesenchymal stem cells. Stem Cell Res. 2012;8(1):74–84. doi: 10.1016/j.scr.2011.07.003

23. Zhang X., Hirai M., Cantero S., Ciubotariu R., Dobrila L., Hirsh A., Igura K., Satoh H., Yokomi I., Nishimura T., … Takahashi T.A. Isolation and characterization of mesenchymal stem cells from human umbilical cord blood: reevaluation of critical factors for successful isolation and high ability to proliferate and differentiate to chondrocytes as compared to mesenchymal stem cells from bone marrow and adipose tissue. J. Cell. Biochem. 2011;112(4):1206–1218. doi: 10.1002/jcb.23042

24. Heo J.S., Choi Y., Kim H.S., Kim H.O. Comparison of molecular profiles of human mesenchymal stem cells derived from bone marrow, umbilical cord blood, placenta and adipose tissue. Int. J. Mol. Med. 2016;37(1):115–125. doi: 10.3892/ijmm.2015.2413

25. Morigi M., Rota C., Montemurro T., Montelatici E., Lo Cicero V., Imberti B., Abbate M., Zoja C., Cassis P., Longaretti L., … Lazzari L. Life-sparing effect of human cord blood-mesenchymal stem cells in experimental acute kidney injury. Stem Cells. 2010;28(3):513–522. doi: 10.1002/stem.293

26. El O.R., Beroud J., Stoltz J.F., Menu P., Velot E., Decot V. Umbilical cord mesenchymal stem cells: the new gold standard for mesenchymal stem cell-based therapies? Tissue Eng. Part B. Rev. 2014;20(5):523–544. doi: 10.1089/ten.TEB.2013.0664

27. Литвинова Л.С., Гончаров А.Г., Шуплецова В.В., Газатова Н.Д., Мелащенко О.Б., Юрова К.А., Пестрикова А.А. Анализ правового регулирования обращения пуповинной крови и ее компонентов в Российской Федерации и за рубежом. Гены и клетки. 2020;15(4):88–94. doi: 10.23868/202012014

28. Kluth S.M., Buchheiser A., Houben A.P., Geyh S., Krenz T., Radke T.F., Wiek C., Hanenberg H., Reinecke P., Wernet P., Kögler G. DLK-1 as a marker to distinguish unrestricted somatic stem cells and mesenchymal stromal cells in cord blood. Stem Cells Dev. 2010;19(10):1471–1483. doi: 10.1089/scd.2010.0070

29. Jurga M., Forraz N., Basford C., Atzeni G., Trevelyan A.J., Habibollah S., Ali H., Zwolinski S.A., McGuckin C.P. Neurogenic properties and a clinical relevance of multipotent stem cells derived from cord blood samples stored in the biobanks. Stem Cells Dev. 2012;21(6):923–936. doi: 10.1089/scd.2011.0224

30. Seita J., Weissman I.L. Hematopoietic stem cell: self-renewal versus differentiation. Wiley Interdiscip. Rev. Syst. Biol. Med. 2010;2(6):640–653. doi: 10.1002/wsbm.86

31. Кит О.И., Гненная Н.В., Филиппова С.Ю., Чембарова Т.В., Лысенко И.Б., Новикова И.А., Розенко Л.Я., Димитриади С.Н., Шалашная Е.В., Ишонина О.Г. Криоконсервация гемопоэтических стволовых клеток периферической крови в трансплантологии: современное состояние и перспективы. Кардиоваскуляр. терапия и профилакт. 2023;22(11):3691. doi: 10.15829/1728-8800-2023-3691

32. Flores-Guzmán P., Fernández-Sánchez V., Mayani H. Concise review: ex vivo expansion of cord blood-derived hematopoietic stem and progenitor cells: basic principles, experimental approaches, and impact in regenerative medicine. Stem Cells Transl. Med. 2013;2(11):830–838. doi: 10.5966/sctm.2013-0071

33. McGuckin C., Jurga M., Ali H., Strbad M., Forraz N. Culture of embryonic-like stem cells from human umbilical cord blood and onward differentiation to neural cells in vitro. Nat. Protoc. 2008;3(6):1046–1055. doi: 10.1038/nprot.2008.69

34. Ding D.C., Chang Y.H., Shyu W.C., Lin S.Z. Human umbilical cord mesenchymal stem cells: a new era for stem cell therapy. Cell Transplant. 2015;24(3):339-347. doi: 10.3727/096368915X686841

35. Ratajczak M.Z., Kucia M., Jadczyk T., Greco N.J., Wojakowski W., Tendera M., Ratajczak J. Pivotal role of paracrine effects in stem cell therapies in regenerative medicine: can we translate stem cellsecreted paracrine factors and microvesicles into better therapeutic strategies? Leukemia. 2012;26(6):1166–1173. doi: 10.1038/leu.2011.389

36. Shin D.M., Liu R., Klich I., Wu W., Ratajczak J., Kucia M., Ratajczak M.Z. Molecular signature of adult bone marrow-purified very small embryoniclike stem cells supports their developmental epiblast/germ line origin. Leukemia. 2010;24(8):1450–1461. doi: 10.1038/leu.2010.121

37. Camussi G., Deregibus M.C., Tetta C. Paracrine/endocrine mechanism of stem cells on kidney repair: role of microvesicle-mediated transfer of genetic information. Curr. Opin. Nephrol. Hypertens. 2010;19(1):7–12. doi: 10.1097/MNH.0b013e328332fb6f

38. Del Fattore A., Luciano R., Pascucci L., Goffredo B.M., Giorda E., Scapaticci M., Fierabracci A., Muraca M. Immunoregulatory effects of mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles on T lymphocytes. Cell Transplant. 2015;24(12):2615–2627. doi: 10.3727/096368915X687543

39. Hartwig T., Zwicky P., Schreiner B., Yawalkar N., Cheng P., Navarini A., Dummer R., Flatz L., Conrad C., Schlapbach C., Becher B. Regulatory T cells restrain pathogenic T helper cells during skin inflammation. Cell Rep. 2018;25(13):3564–3572.e4. doi: 10.1016/j.celrep.2018.12.012

40. Lim H.W., Collins S.A.B., Resneck J.S. Jr., Bolognia J.L., Hodge J.A., Rohrer T.A., Van Beek M.J., Margolis D.J., Sober A.J., Weinstock M.A., … Moyano J.V. The burden of skin disease in the United States. J. Am. Acad. Dermatol. 2017;76(5):958–972.e2. doi: 10.1016/j.jaad.2016.12.043

41. Di Trapani M., Bassi G., Midolo M., Gatti A., Kamga P.T., Cassaro A., Carusone R., Adamo A., Krampera M. Differential and transferable modulatory effects of mesenchymal stromal cell-derived extracellular vesicles on T, B and NK cell functions. Sci. Rep. 2016;6:24120. doi: 10.1038/srep24120

42. Rodrigues S.C., Cardoso R.M.S., Freire P.C., Gomes C.F., Duarte F.V., Neves R.P.D., Simões-Correia J. Immunomodulatory properties of umbilical cord blood-derived small extracellular vesicles and their therapeutic potential for inflammatory skin disorders. Int. J. Mol. Sci. 2021;22(18):9797. doi: 10.3390/ijms22189797

43. Zhang B., Wu X., Zhang X., Sun Y., Yan Y., Shi H., Zhu Y., Wu L., Pan Z., Zhu W., Qian H., Xu W. Human umbilical cord mesenchymal stem cell exosomes enhance angiogenesis through the Wnt4/β-catenin pathway. Stem Cells Transl. Med. 2015;4(5):513–522. doi: 10.5966/sctm.2014-0267

44. Chen Y., Qian H., Zhu W., Zhang X., Yan Y., Ye S., Peng X., Li W., Xu W. Hepatocyte growth factor modification promotes the amelioration effects of human umbilical cord mesenchymal stem cells on rat acute kidney injury. Stem Cells Dev. 2011;20(1):103–113. doi: 10.1089/scd.2009.0495

45. Yoo S.Y., Kwon S.M. Angiogenesis and its therapeutic opportunities. Mediators Inflamm. 2013;2013:127170. doi: 10.1155/2013/127170

46. Ma D., Xu K., Zhang G., Liu Y., Gao J., Tian M., Wei C., Li J., Zhang L. Immunomodulatory effect of human umbilical cord mesenchymal stem cells on T lymphocytes in rheumatoid arthritis. Int. Immunopharmacol. 2019;74:105687. doi: 10.1016/j.intimp.2019.105687