THE APPLICATION OF EXPERIMENTAL MODELING TO THE STUDY OF THE OSTEOARTHROSIS PATHOGENESIS (review)

Osteoarthritis is chronic degenerative-inflammatory disease of the joints accompanied by destruction of the articular cartilage and leads to disruption of joint function and at later stages – to the appearance of contractures, muscular atrophy and skeletal deformities. The main clinical manifestation of osteoarthritis is chronic pain of varying intensity and limitation of joint mobility, which significantly worsens the quality of life of patients. Modern research points to the multifactorial nature of the osteoarthritis development. With the development of the disease, significant changes occur at all levels of the organization, including changes in molecular processes in the cartilage, accompanied by disturbances in its structure and functional properties, as well as violations of the regulation of the synthesis of cartilage matrix components by chondrocytes. The study of the pathogenesis of osteoarthritis was the basis for the development of new drugs. A precondition is a pre-clinical trial involving in vitro and in vivo studies on model animals and / or cell cultures. Therefore adequate experimental models are needed. Currently, there is no consensus in the world on the most appropriate universal model of osteoarthritis, since each model has its own mechanisms for inducing a common degenerative process and limits of its applicability. The problem of reliability of alternative modeling, efficacy, bioequivalence or toxicity of substances for humans requires their full validation and qualitative verification, using animal models. Toughening ethical norms and banning preclinical studies in animals stimulates the development of in vitro models. There are international documents describing experiments with animals. It is called «International recommendations on biomedical research with animals» and is developed by international medical scientific societies (CIOMS). One thesis reduced the use of experimental animals and substitution to mathematic models and in vitro biological systems. The purpose of this review is a comparative description of experimental models, in vivo and in vitro, used to study pathological processes in osteoarthritis and the limits of their applicability.

1. Бадокин В.В. Результаты многоцентрового исследования по оценке эффективности и переносимости Пиаскледина // Эффектив. фармакотерапия. 2011. (3). 4–10.

2. Басок Ю.Б., Севастьянов В.И. Технологии тканевой инженерии и регенеративной медицины в лечении дефектов хрящевой ткани суставов // Вестн. трансплантологии и искусств. органов. 2016. 18. (4). 102–122.

3. Венедиктова A.A., Фаламеева О.В., Колосова Н.Г., Садовой М.А., Короленко Т.А. Активность катепсина К и матриксных металлопротеаз в костной ткани крыс ОХYS при развитии остеопороза // Биомед. химия. 2010. 56. (2). 274–282.

4. Вьюненко Л.Ф., Михайлов М.В., Первозванная Т.Н. Имитационное моделирование. Учебник и практикум для академического бакалавриата. М., 2016.

5. Демкин С.А., Маланин Д.А., Рогова Л.Н., Снигур Г.Л., Григорьева Н.В., Байдова К.В. Экспериментальная модель остеоартроза коленного сустава у крыс на фоне внутрисуставного введения обогащенной тромбоцитами аутологичной плазмы // Волгогр. науч.-мед. журн. 2016. 1. (49). 28–32.

6. Дмитруха Н.Н. Культура клеток как in vitro модель в токсикологических исследованиях // Medix Anti-Aging. 2013. (3). 50–55.

7. Каркищенко Н.Н. Альтернативы биомедицины. Том 1. Основы биомедицины и фармакомоделирования. М.: ВПК, 2007. 320 с.

8. Ким Л.Б., Белишева Н.К., Путятина А.Н. Русских Г.С., Кожин П.М., Цыпышева О.Б. Возрастная динамика основных компонентов внеклеточного матрикса у жителей Российской Арктики // Успехи геронтологии. 2017. 30. (3). 332–340.

9. Корочина К.В., Полякова В.С., Корочина И.Э. Реорганизация структур коленных суставов крыс с хронической сердечной недостаточностью // Фундамент. исслед. 2014. (10, Ч. 7). 1335–1340.

10. Корсаков И.Н., Наделяева И.И., Еремин И.И., Пулин А.А., Котенко К.В., Зорин В.Л. Анализ рынка продуктов регенеративной медицины // Гены и клетки. 2017. XII. (1). 72–89.

11. Котельников Г.П., Ларцев Ю.В., Махова А.Н. Сравнительная оценка структурных изменений тканей сустава при различных моделях экспериментального артроза // Казан. мед. журн. 2006. 86. (1). 31–35.

12. Макушин В.Д., Степанов М.А., Ступина Т.А. Экспериментальное моделирование остеоартроза коленного сустава у собак // Биомедицина. 2012. (3). 108–115.

13. Маланин Д.А., Новочадов В.В., Самусев С.Р., Тетерин О.Г., Сучилин И.А., Жуликов А.Л. Инновационные технологии в восстановлении коленного сустава при его повреждениях и заболеваниях // Вестн. ВолгГМУ. 2009. 2. (30). 7–13.

14. Меншуткин В.В. Искусство моделирования (экология, физиология, эволюция). Петрозаводск; СПб., 2010.

15. Мустафин Р.Н., Хуснутдинова Э.К. Молекулярные механизмы развития остеоартроза // Лечеб. дело. 2015. (3). 86–92.

16. Новочадов В.В., Крылов П.А., Зайцев В.Г. Неоднородность строения гиалинового хряща коленного сустава у интактных крыс и при экспериментальном остеоартрозе // Вестн. ВолгГМУ. 2014. 4. 7–16.

17. Орел К.С., Савицкий К.С., Якимчук Н.В. Кузьменко И.А., Мястковская И.В. Сравнительная характеристика моделей экспериментального остеоартроза // Актуал. пробл. сучасн. мед. 2017. 17. (4, Ч. 2). 325–329.

18. Рудаков В.С., Восканян С.Э., Еремин И.И., Деев Р.В. Экспериментальные модели острой печеночной недостаточности // Рос. мед.-биол. вестн. 2015. 4. 138–144.

19. Сайковский Р.С., Савенкова Н.А., Аверьянов А.В., Лисица А.В. Эффективность применения препарата сферогель для лечения гонартроза // Клин. практика. 2013. (3). 4–10.

20. Сапаева Ш.А., Рузибаев Р.Ю., Рузметов У.А., Абдуллаева У.С., Джуманиязова Г.С. Гистоморфологическая характеристика бедренной кости крыс при моделировании резекции желудка по методу Бильрот-II // Вiсн. пробл. бiол. i мед. 2013. 1. (1). 199–201.

21. Севастьянов В.И., Духина Г.А., Григорьев А.М., Перова Н.В., Кирсанова Л.А., Скалецкий Н.Н., Ахаладзе Д.Г., Готье С.В. Функциональная эффективность биомедицинского клеточного продукта для регенерации суставного хряща (экспериментальная модель остеоартроза) // Вестн. трансплантологии и искусств. органов. 2015. XVII. (1). 86–96.

22. Смышляев И.А., Гильфанов С.И., Копылов В.А., Гильмутдинов Р.Г., Петрикина А.П., Еремин П.С., Крючкова О.В., Абельцев В.П., Загородний Н.В., Зорин В.Л., Васильев В.С., Пупынин Д.Ю., Еремин И.И. Оценка безопасности и эффективности внутрисуставного введения стромально-васкулярной фракции жировой ткани для лечения гонартроза: промежуточные результаты клинического исследования // Травматология и ортопедия России. 2017. 23. (3). 17–31.

23. Советников Н.Н., Кальсин В.А., Конопляников М.А., Муханов В.В. Клеточные технологии и тканевая инженерия в лечении дефектов суставной поверхности // Клин. практика. 2013. (1). 52–66.

24. Хитров Н.А. Остеоартроз. Совокупность клинических форм и сопутствующих заболеваний // Рус. мед. журн. 2015. (7). 363–369.

25. Чернова О.Н., Корсаков И.Н., Самчук Д.П., Пулин А.А., Мавликеев М.О., Деев Р.В., Еремин И.И. Экспериментальные модели для изучения регенерации поперечнополосатой скелетной мышечной ткани // Гены и клетки. 2015. X. (4). 127–140.

26. Широкова Л.Ю., Носков С.М., Паруля О.М., Козлова О.Г., Нагибин Р.М., Долгова Л.Н., Абросимова Е.Б. Роль цитокинов в патогенезе остеоартроза // Цитокины и воспаление. 2010. 9. (4). 16–19.

27. Щелкунова Е.И., Воропаева А.А., Руссова Т.В., Баитов В.С. Синтез агрекана и коллагена II типа хондроцитами из разных зон коленного сустава больных гонартрозом in vitro // Соврем. пробл. науки и образования. 2016. (6). 212.

28. Beekhuizen M., Bastiaansen-Jenniskens Y.M., Koevoet W., Saris D.B., Dhert W.J., Creemers L.B., van Osch G.J. Osteoarthritic synovial tissue inhibition of proteoglycan production in human osteoarthritic knee cartilage: Establishment and characterization of a long-term cartilage-synovium coculture // Arthritis Rheum. 2011. (63). 1918–1927.

29. Bougault C., Aubert-Foucher E., Paumier A., Perrier-Groult E., Huot L., Hot D., Duterque-Coquillaud M., Mallein-Gerin F. Dynamic compression of chondrocyte-agarose constructs reveals new candidate mechanosensitive genes // PLoS One. 2012. (7). e36964.

30. Gabriel N., Innes J.F., Caterson B., Vaughan-Thomas A. Development of an in vitro model of feline cartilage degradation // J. Feline Med. Surg. 2010. (12). 614–620.

31. Heidari M., Tahmasebi M.N., Etemad S., Salehkhou S., Heidari-Vala H., Akhondi M.M. In vitro human chondrocyte culture; a modified protocol // Middle-East J. Sci. Res. 2011 9. (1). 102–109.

32. Johnson C.I., Argyle D.J., Clements D.N. In vitro models for the study of osteoarthritis // Vet. J. 2016. (209). 40–49.

33. Korolenko T.A., Johnston T.P., Kisarova Y.A. Cherkanova M.S. Up-regulation of matrix metalloproteases in cancer and atherosclerosis, role of inflammation // Matrix Metalloproteinases (MMPs): Classification, Molecular Mechanisms and Roles in Diseases / Ed. J. Sullivan. N.Y.: Nova Publishers, 2015. 1–32.

34. Kuettner K.E., Pauli B.U., Gall G., Memoli V.A., Schenk R.K. Synthesis of cartilage matrix by mammalian chondrocytes in vitro I. Isolation, culture characteristics, and morphology // J. Cell. Biol. 1982. 93. (3). 743–750.

35. Lin Y.-Y., Tanaka N., Ohkuma S., Iwabuchi Y., Tanne Y., Kamiya T., Kunimatsu R., Huang Y.C., Yoshioka M., Mitsuyoshi T., Tanimoto K., Tanaka E., Tanne K. Applying an excessive mechanical stress alters the effect of subchondral osteoblasts on chondrocytes in a co-culturesystem // Eur. J. Oral. Sci. 2010. 118. 151–158.

36. Mahmoudifar N., Doran P.M. Effect of seeding and bioreactor culture conditions on the development of human tissue-engineered cartilage // Tissue Eng. 2006. 12. (6). 1675–1685.

37. Mizuno S., Ogava R. Using changes in hydrostatic and osmotic pressure to manipulate metabolic function in chondrocytes // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2011. 300. 1234–1245.

38. Novakofski K.D., Torre C.J., Fortier L.A. Inerleukin-1α, -6, and -8 decrease Cdc42 activity resulting in loss of articular chondrocyte phenotype // J. Orthop. Res. 2012. 30. 246–251.

39. Paiva K.B., Granjeiro J.M. Bone tissue remodeling and development: focus on matrix metalloproteinase functions // Arch. Biochem. Biophys. 2014. 561. 74–87.

40. Pingguan-Murphy B., Nawi I. Upregulation of matrix synthesis in chondrocyte-seeded agarose following sustained bi-axial cyclic loading // Clinics. 2012. 67. 939–944.

41. Shen J., Chen D.J. Recent progress in osteoarthritis research // Am. Acad. Orthop. Surg. 2014. 22. (7). 467–468.

42. Sobbioni E., Fortaner S., Farina M., del Torchio R., Olivato I., Petrarca C., Bernardini G., Mariani-Costantini R., Perconti S., di Giampaolo L., Gornati R., di Gioacchino M. Cytotoxicity and morphological transforming potential of cobalt nanoparticles, microparticles and ions in Balb/3T3 mouse fibroblasts: an in vitro model // Nanotoxicology. 2014. 8. (4). 455–464.

43. Sylvester J., Mabrouk M., Ahmad R., Chaudry A., Zafarullah M. Interleukin-1 induction of aggrecanase gene expression in human articular chondrocytes is mediated by mitogen-activated protein kinases // Cell. Physiol. Biochem. 2012. 30. 563–574.

44. Tawonsawatruk T., Sriwatananukulkit O., Himakhun W., Hemstapat W. Comparison of pain behaviour and osteoarthritis progression between anterior cruciate ligament transection and osteochondral injury in rat models // Bone Joint Res. 2018. 7. (3). 244–251.

45. Tekari A., Luginbuehl R., Hofstetter W., Egli R.J. Chondrocytes expressing intracellular collagen type II enter the cell cycle and co-express collagen type I in monolayer culture // J. Orthop. Res. 2014. 32. (11). 1503–1511.

46. Torzilli P.A., Bhargava M., Park S., Chen C.T. Mechanical load inhibits IL-1 induced matrix degradation in articular cartilage // Osteoarthritis Cartilage. 2010. 18. (1). 97–105.

47. Vazquez M., Evans B.A.J., Riccardi D. A new method to investigate how mechanical loading of osteocytes controls osteoblasts // Front. Endocrinol. 2014. 5. 208.

48. Von der Mark K., Conrad G. Cartilage cell differentiation: review // Clin. Orthop. Relat. Res. 1979. (139). 185–205.