Роль клеточных факторов в этиопатогенезе остеоартрита

Остеоартрит обусловлен сложным взаимодействием генетических, метаболических, иммунологических, воспалительных, биохимических и биомеханических факторов. В последние годы достаточно большое количество исследований посвящено изучению роли в развитии остеоартрита клеточных факторов иммунной системы. Цель настоящей работы – анализ научных публикаций, посвященных изучению клеточных факторов в патогенезе остеоартрита и оценке их значимости в развитии патологии суставов. Материал и методы. Поиск публикаций по ключевым словам проводили в базах данных PubMed, Google Scholar, eLibrary и профильных журналах, относящихся к терапии, ревматологии, травматологии и иммунологии, за период с 2000 по 2022 г. Результаты и их обсуждение. Обобщая современные представления о роли клеточных факторов иммунной системы в патогенезе остеоартрита, необходимо отметить наличие синовиального воспаления, ключевую роль в развитии которого отводят макрофагам. При этом пациенты с остеоартритом характеризуются преобладанием классически активированных макрофагов с выраженным провоспалительным эффектом. Кроме того, в патогенезе поражения суставов принимают участие Т-лимфоциты. Среди них особая роль отводится Т-хелперным клеткам, цитотоксическим Т-лимфоцитам и Т-клеткам памяти. Нарушение баланса цитокинов и хемокинов, вырабатываемых субпопуляциями Т-лимфоцитов, является причиной запуска ряда механизмов возникновения и прогрессирования остеоартрита. Существенную роль в развитии и прогрессировании остеоартрита играют нейтрофилы, которые способствуют развитию воспаления. Продуцируемая нейтрофилами эластаза усиливает деградацию хряща, апоптоз хондроцитов, несбалансированное ремоделирование субхондральной кости и образование остеофитов. Заключение. Знание роли клеточных иммунных факторов в патогенезе остеоартрита и путей реализации их эффектов обусловливает перспективность использования иммунотропных средств. При этом необходимо учитывать, что возникновение и прогрессирование остеоартрита обусловлено одновременным сочетанием влияния широкого комплекса различных компонентов, включая факторы риска, травматическое повреждение сустава и др.

1. Loeser R.F., Collins J.A., Diekman B.O. Ageing and the pathogenesis of osteoarthritis. Nat. Rev. Rheumatol. 2016;12(7):412–420. doi: 10.1038/nrrheum.2016.65

2. Han D., Fang Y., Tan X., Jiang H., Gong X., Wang X., Hong W., Tu J., Wei W. The emerging role of fbroblast-like synoviocytes-mediated synovitis in osteoarthritis: An update. J. Cell. Mol. Med. 2020;24(17):9518–9532. doi: 10.1111/jcmm.15669

3. Lu H., Jia C., Wu D., Jin H., Lin Z., Pan J., Li X., Wang W. Fibroblast growth factor 21 (FGF21) alleviates senescence, apoptosis, and extracellular matrix degradation in osteoarthritis via the SIRT1-mTOR signaling pathway. Cell. Death Dis. 2021;12(10):865. doi: 10.1038/s41419-021-04157-x

4. Chou C.H., Jain V., Gibson J., Attarian D.E., Haraden C.A., Yohn C.B., Laberge R.M., Gregory S., Kraus V.B. Synovial cell cross-talk with cartilage plays a major role in the pathogenesis of osteoarthritis. Sci. Rep. 2020;10(1):10868. doi: 10.1038/s41598-020-67730-y

5. Li Y.S., Luo W., Zhu S.A., Lei G.H. T cells in osteoarthritis: alterations and beyond. Front. Immunol. 2017;8:356. doi: 10.3389/fmmu.2017.00356

6. Watanabe S., Alexander M., Misharin A.V., Budinger G.R.S. The role of macrophages in the resolution of inflammation. J. Clin. Invest. 2019;129(7):2619–2628. doi: 10.1172/JCI124615

7. Gómez-Aristizábal A., Gandhi R., Mahomed N.N., Marshall K.W., Viswanathan S. Synovial fluid monocyte/macrophage subsets and their correlation to patient-reported outcomes in osteoarthritic patients: a cohort study. Arthritis Res. Ther. 2019;21(1):26. doi: 10.1186/s13075-018-1798-2

8. Kraus V.B., McDaniel G., Huebner J.L., Stabler T.V., Pieper C.F., Shipes S.W., Petry N.A., Low P.S., Shen J., McNearney T.A., Mitchell P. Direct in vivo evidence of activated macrophages in human osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 2016;24(9):1613–1621. doi: 10.1016/j.joca.2016.04.010

9. Orecchioni M., Ghosheh Y., Pramod A.B., Ley K. Macrophage polarization: different gene signatures in M1(LPS+) vs. classically and M2(LPS-) vs. alternatively activated macrophages. Front. Immunol. 2019;10:1084. doi: 10.3389/fmmu.2019.01084

10. Dey A., Allen J., Hankey-Giblin P.A. Ontogeny and polarization of macrophages in inflammation: blood monocytes versus tissue macrophages. Front. Immunol. 2015;5:683. doi: 10.3389/fmmu.2014.00683

11. Ma W.T., Gao F., Gu K., Chen D.K. The role of monocytes and macrophages in autoimmune diseases: a comprehensive review. Front. Immunol. 2019;10:1140. doi: 10.3389/fmmu.2019.01140

12. Chen Y., Jiang W., Yong H., He M., Yang Y., Deng Z., Li Y. Macrophages in osteoarthritis: pathophysiology and therapeutics. Am. J. Transl. Res. 2020;12(1):261–268.

13. Davies L.C., Taylor P.R. Tissue-resident macrophages: then and now. Immunology. 2015;144(4):541–548. doi: 10.1111/imm.12451

14. Fahy N., de Vries-van Melle M.L., Lehmann J., Wei W., Grotenhuis N., Farrell E., van der Kraan P.M., Murphy J.M., Bastiaansen-Jenniskens Y.M., van Osch G.J. Human osteoarthritic synovium impacts chondrogenic differentiation of mesenchymal stem cells via macrophage polarisation state. Osteoarthritis Cartilage. 2014;22(8):1167–1175. doi: 10.1016/j.joca.2014.05.021

15. Wynn T.A., Vannella K.M. Macrophages in tissue repair, regeneration, and fbrosis. Immunity. 2016;44(3):450–462. doi: 10.1016/j.immuni.2016.02.015

16. Gu Q., Yang H., Shi Q. Macrophages and bone inflammation. J. Orthop. Translat. 2017;10:86–93. doi:10.1016/j.jot.2017.05.002

17. Madsen D.H., Leonard D., Masedunskas A., Moyer A., Jürgensen H.J., Peters D.E., Amornphimoltham P., Selvaraj A., Yamada S.S., Brenner D.A., …Bugge T.H. M2-like macrophages are responsible for collagen degradation through a mannose receptor-mediated pathway. J. Cell. Biol. 2013;202(6):951–966. doi: 10.1083/jcb.201301081

18. Dai M., Sui B., Xue Y., Liu X., Sun J. Cartilage repair in degenerative osteoarthritis mediated by squid type II collagen via immunomodulating activation of M2 macrophages, inhibiting apoptosis and hypertrophy of chondrocytes. Biomaterials. 2018;180:91–103. doi:10.1016/j.biomaterials.2018.07.011

19. Hoeksema M.A., Glass C.K. Nature and nurture of tissue-specifc macrophage phenotypes. Atherosclerosis. 2019;281:159–167. doi: 10.1016/j.atherosclerosis.2018.10.005

20. Temple-Wong M.M., Ren S., Quach P., Hansen B.C., Chen A.C., Hasegawa A., D’Lima D.D., Koziol J., Masuda K., Lotz M.K., Sah R.L. Hyaluronan concentration and size distribution in human knee synovial fluid: variations with age and cartilage degeneration. Arthritis Res. Ther. 2016;18:18. doi: 10.1186/s13075-016-0922-4

21. Balazs E.A. Viscosupplementation for treatment of osteoarthritis: from initial discovery to current status and results. Surg. Technol. Int. 2004;12:278–289.

22. Ni S., Miao K., Zhou X., Xu N., Li C., Zhu R., Sun R., Wang Y. The involvement of follistatin-like protein 1 in osteoarthritis by elevating NF-κB-mediated inflammatory cytokines and enhancing fbroblast like synoviocyte proliferation. Arthritis Res. Ther. 2015;17(1):91. doi: 10.1186/s13075-015-0605-6

23. Kapoor M., Martel-Pelletier J., Lajeunesse D., Pelletier J.P., Fahmi H. Role of proinflammatory cytokines in the pathophysiology of osteoarthritis. Nat.Rev. Rheumatol. 2011;7(1):33–42. doi: 10.1038/nrrheum.2010.196

24. Nanus D.E., Badoume A., Wijesinghe S.N., Halsey A.M., Hurley P., Ahmed Z., Botchu R., Davis E.T., Lindsay M.A., Jones S.W. Synovial tissue from sites of joint pain in knee osteoarthritis patients exhibits a differential phenotype with distinct fbroblast subsets. EBioMedicine. 2021;72:103618. doi: 10.1016/j.ebiom.2021.103618

25. Raphael I., Nalawade S., Eagar T.N., Forsthuber T.G. T cell subsets and their signature cytokines in autoimmune and inflammatory diseases. Cytokine. 2015;74(1):5–17. doi: 10.1016/j.cyto.2014.09.011

26. Zhang L., Li Y.G., Li Y.H., Qi L., Liu X.G., Yuan C.Z., Hu N.W., Ma D.X., Li Z.F., Yang Q., Li W., Li J.M. Increased frequencies of Th22 cells as well as Th17 cells in the peripheral blood of patients with ankylosing spondylitis and rheumatoid arthritis. PLoS One. 2012;7(4):e31000. doi: 10.1371/journal.pone.0031000

27. Haynes M.K., Hume E.L., Smith J.B. Phenotypic characterization of inflammatory cells from osteoarthritic synovium and synovial fluids. Clin. Immunol. 2002;105(3):315–325. doi: 10.1006/clim.2002.5283

28. Schmitt E., Klein M., Bopp T. Th9 cells, new players in adaptive immunity. Trends Immunol. 2014;35(2):61–68. doi: 10.1016/j.it.2013.10.004

29. Kundu-Raychaudhuri S., Abria C., Raychaudhuri S.P. IL-9, a local growth factor for synovial T cells in inflammatory arthritis. Cytokine. 2016;79:45–51. doi: 10.1016/j.cyto.2015.12.020

30. Qi C., Shan Y., Wang J., Ding F., Zhao D., Yang T., Jiang Y. Circulating T helper 9 cells and increased serum interleukin-9 levels in patients with knee osteoarthritis. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 2016;43(5):528–534. doi: 10.1111/1440-1681.12567

31. Kar S., Gupta R., Malhotra R., Sharma V., Farooque K., Kumar V., Chakraborty S., Mitra D.K. Interleukin-9 facilitates osteoclastogenesis in rheumatoid arthritis. Int. J. Mol. Sci. 2021;22(19):10397. doi: 10.3390/ijms221910397

32. Игнатенко Т.С., Майлян Э.А., Капанадзе Г.Д. Концентрация отдельных цитокинов в сыворотке крови у женщин с аутоиммунным тиреоидитом. Крым. ж. эксперим. и клин. мед. 2021;(2):28–33. doi:10.37279/2224-6444-2021-11-2-28-33

33. Zhang L., Li J.M., Liu X.G., Ma D.X., Hu N.W., Li Y.G., Li W., Hu Y., Yu S., Qu X., … Wang G.H. Elevated Th22 cells correlated with Th17 cells in patients with rheumatoid arthritis. J. Clin. Immunol. 2011;31(4):606–614. doi: 10.1007/s10875-011-9540-8

34. Guo S.Y., Ding Y.J., Li L., Zhang T., Zhang Z.Z., Zhang E.S. Correlation of CD4+ CD25+ Foxp3+ Treg with the recovery of joint function after total knee replacement in rats with osteoarthritis. Genet. Mol. Res. 2015;14(3):7290–7296. doi: 10.4238/2015.July.3.4

35. Na H.S., Park J.S., Cho K.H., Kwon J.Y., Choi J., Jhun J., Kim S.J., Park S.H., Cho M.L. Interleukin-1-interleukin-17 signaling axis induces cartilage destruction and promotes experimental osteoarthritis. Front. Immunol. 2020;11:730. doi: 10.3389/fmmu.2020.00730

36. Sinkeviciute D., Aspberg A., He Y., BayJensen A.C., Önnerfjord P. Characterization of the interleukin-17 effect on articular cartilage in a translational model: an explorative study. BMC Rheumatol. 2020;4:30. doi: 10.1186/s41927-020-00122-x

37. Moradi B., Schnatzer P., Hagmann S., Rosshirt N., Gotterbarm T., Kretzer J.P., Thomsen M., Lorenz H.M., Zeifang F., Tretter T. CD4⁺CD25⁺/highCD-127low/⁻ regulatory T cells are enriched in rheumatoid arthritis and osteoarthritis joints-analysis of frequency and phenotype in synovial membrane, synovial fluid and peripheral blood. Arthritis Res. Ther. 2014;16(2):R97.doi: 10.1186/ar4545 38. Ueno H., Banchereau J., Vinuesa C.G. Pathophysiology of T follicular helper cells in humans and mice. Nat. Immunol. 2015;16(2):142–152. doi:10.1038/ni.3054

38. Crotty S. Follicular helper CD4 T cells (TFH). Annu. Rev. Immunol. 2011;29:621–663. doi: 10.1146/annurev-immunol-031210-101400

39. Chu Y., Wang F., Zhou M., Chen L., Lu Y. A preliminary study on the characterization of follicular helper T (Tfh) cells in rheumatoid arthritis synovium. Acta Histochem. 2014;116(3):539–543. doi: 10.1016/j.acthis.2013.10.009

40. Shan Y., Qi C., Liu Y., Gao H., Zhao D., Jiang Y. Increased frequency of peripheral blood follicular helper T cells and elevated serum IL-21 levels in patients with knee osteoarthritis. Mol. Med. Rep. 2017;15(3):1095–1102. doi: 10.3892/mmr.2017.6132

41. Zhu W., Zhang X., Jiang Y., Liu X., Huang L., Wei Q., Huang Y., Wu W., Gu J. Alterations in peripheral T cell and B cell subsets in patients with osteoarthritis. Clin. Rheumatol. 2020;39(2):523–532. doi: 10.1007/s10067-019-04768-y

42. Hsieh J.L., Shiau A.L., Lee C.H., Yang S.J., Lee B.O., Jou I.M., Wu C.L., Chen S.H., Shen P.C. CD8+ T cell-induced expression of tissue inhibitor of metalloproteinses-1 exacerbated osteoarthritis. Int. J. Mol. Sci. 2013;14(10):19951–19970. doi: 10.3390/ijms141019951

43. Kriegova E., Manukyan G., Mikulkova Z., Gabcova G., Kudelka M., Gajdos P., Gallo J. Gender-related differences observed among immune cells in synovial fluid in knee osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 2018;26(9):1247–1256. doi: 10.1016/j.joca.2018.04.016

44. Hsueh M.F., Zhang X., Wellman S.S., Bolognesi M.P., Kraus V.B. Synergistic roles of macrophages and neutrophils in osteoarthritis progression. Arthritis Rheumatol. 2021;73(1):89–99. doi: 10.1002/art.41486

45. Chaney S., Vergara R., Qiryaqoz Z., Suggs K., Akkouch A. The involvement of neutrophils in the pathophysiology and treatment of osteoarthritis. Biomedicines. 2022;10(7):1604. doi: 10.3390/biomedicines10071604

46. Майлян Э.А. Уровни цитокинов у женщин постменопаузального возраста в зависимости от полиморфизмов генов IL-6, TNFSF11 и TNFRSF11B. Науч. ведомости БелГУ. Сер. Мед. Фармация. 2018;41(2):235–244. doi: 10.18413/2075-4728-2018-41-2-235–244

47. Игнатенко Г.А., Немсадзе И.Г., Мирович Е.Д., Чурилов А.В., Майлян Э.А., Глазков И.С., Румянцева З.С. Роль цитокинов в ремоделировании костной ткани и патогенезе постменопаузального остеопороза. Мед. вестн. Юга России. 2020;11(2):6–18. doi: 10.21886/2219-8075-2020-11-2-6-18

48. Игнатенко Г.А., Майлян Э.А., Немсадзе И.Г., Румянцева З.С., Чурилов А.В., Глазков И.С., Мирович Е.Д. Роль цитокинов в ремоделировании костной ткани в норме и патологии. Таврич. мед.- биол. вестн. 2020;23(1):133–139. doi: 10.37279/2070-8092-2020-23-1-133-139

49. Neve A., Corrado A., Cantatore F.P. Osteoblast physiology in normal and pathological conditions. Cell Tissue Res. 2011;343(2):289–302. doi: 10.1007/s00441-010-1086-1

50. Fattori V., Amaral F.A., Verri W.A. Jr. Neutrophils and arthritis: Role in disease and pharmacological perspectives. Pharmacol. Res. 2016;112:84–98. doi:10.1016/j.phrs.2016.01.027

51. Wilkinson D.J., Falconer A.M.D., Wright H.L., Lin H., Yamamoto K., Cheung K., Charlton S.H., Arques M.D.C., Janciauskiene S., Refaie R., … Rowan A.D. Matrix metalloproteinase-13 is fully activated by neutrophil elastase and inactivates its serpin inhibitor, alpha-1 antitrypsin: Implications for osteoarthritis. FEBS J. 2022;289(1):121–139. doi: 10.1111/febs.16127

52. Wang G., Jing W., Bi Y., Li Y., Ma L., Yang H., Zhang Y. Neutrophil elastase induces chondrocyte apoptosis and facilitates the occurrence of osteoarthritis via caspase signaling pathway. Front. Pharmacol. 2021;12:666162. doi: 10.3389/fphar.2021.666162

53. Donell S. Subchondral bone remodelling in osteoarthritis. EFORT Open Rev. 2019;4(6):221–229. doi: 10.1302/2058-5241.4.180102

54. Tamassia N., Bianchetto-Aguilera F., Arruda-Silva F., Gardiman E., Gasperini S., Calzetti F., Cassatella M.A. Cytokine production by human neutrophils: Revisiting the “dark side of the moon”. Eur.J. Clin. Invest. 2018;48 Suppl 2:e12952. doi: 10.1111/eci.12952

55. Molnar V., Matišić V., Kodvanj I., Bjelica R., Jeleč Ž., Hudetz D., Rod E., Čukelj F., Vrdoljak T., Vidović D., … Primorac D. Cytokines and chemokines involved in osteoarthritis pathogenesis. Int. J. Mol. Sci. 2021;22(17):9208. doi: 10.3390/ijms22179208

56. Scanzello C.R. Chemokines and inflammation in osteoarthritis: Insights from patients and animal models. J. Orthop. Res. 2017;35(4):735–739. doi:10.1002/jor.23471

57. Kasten K.R., Prakash P.S., Unsinger J., Goetzman H.S., England L.G., Cave C.M., Seitz A.P., Mazuski C.N., Zhou T.T., Morre M., … Caldwell C.C.Interleukin-7 (IL-7) treatment accelerates neutrophil recruitment through gamma delta T-cell IL-17 production in a murine model of sepsis. Infect. Immun. 2010;78(11):4714–4722. doi: 10.1128/IAI.00456-10

58. Майлян Э.А., Чурилов А.В., Джеломанова Е.С., Лесниченко Д.А. Уровни отдельных цитокинов у женщин с климактерическим синдромом. Проблемы экологической и медицинской генетики и клинической иммунологии. 2022; 169(1):33–41.

59. Майлян Э.А., Чайковская И.В., Соболева А.А., Лесниченко Д.А., Костецкая Н.И. Уровни отдельных цитокинов в сыворотке крови и ротовой жидкости у женщин в постменопаузе, имеющих хронический генерализованный пародонтит и остеопороз. Актуал. пробл. мед. 2021;(44)1:79–91. doi: 10.52575/2687-0940-2021-44-1-79-91

60. Scanzello C.R., Goldring S.R. The role of synovitis in osteoarthritis pathogenesis. Bone. 2012;51(2):249–257. doi: 10.1016/j.bone.2012.02.012

61. de Luca P., Kouroupis D., Viganò M., PeruccaOrfei C., Kaplan L., Zagra L., de Girolamo L., Correa D., Colombini A. Human diseased articular cartilage contains a mesenchymal stem cell-like population of chondroprogenitors with strong immunomodulatory responses. J. Clin. Med. 2019;8(4):423. doi: 10.3390/jcm8040423

62. Hamilton J.L., Nagao M., Levine B.R., Chen D., Olsen B.R., Im H.J. Targeting VEGF and its receptors for the treatment of osteoarthritis and associated pain. J. Bone. Miner. Res. 2016;31(5):911–924. doi: 10.1002/jbmr.2828

63. de Lange-Brokaar B.J., Kloppenburg M., Andersen S.N., Dorjée A.L., Yusuf E., Herb-van Toorn L., Kroon H.M., Zuurmond A.M., Stojanovic-Susulic V., Bloem J.L., … Ioan-Facsinay A. Characterization of synovial mast cells in knee osteoarthritis: association with clinical parameters. Osteoarthritis Cartilage. 2016;24(4):664–671. doi: 10.1016/j.joca.2015.11.011

64. Wang Q., Lepus C.M., Raghu H., Reber L.L., Tsai M.M., Wong H.H., von Kaeppler E., Lingampalli N., Bloom M.S., Hu N., … Robinson W.H. IgEmediated mast cell activation promotes inflammation and cartilage destruction in osteoarthritis. Elife. 2019;8:e39905. doi: 10.7554/eLife.39905

65. Sousa-Valente J., Calvo L., Vacca V., Simeoli R., Arévalo J.C., Malcangio M. Role of TrkA signalling and mast cells in the initiation of osteoarthritis pain in the monoiodoacetate model. Osteoarthritis Cartilage.2018;26(1):84–94. doi: 10.1016/j.joca.2017.08.006

66. Enomoto H., Inoki I., Komiya K., Shiomi T., Ikeda E., Obata K., Matsumoto H., Toyama Y., Okada Y. Vascular endothelial growth factor isoforms and their receptors are expressed in human osteoarthritic cartilage. Am. J. Pathol. 2003;162(1):171–181. doi: 10.1016/s0002-9440(10)63808-4

67. Kennedy A., Ng C.T., Biniecka M., Saber T., Taylor C., O’Sullivan J., Veale D.J., Fearon U. Angiogenesis and blood vessel stability in inflammatory arthritis. Arthritis Rheum. 2010;62(3):711–721. doi: 10.1002/art.27287

68. Kim H.R., Lee J.H., Kim K.W., Kim B.M., Lee S.H. The relationship between synovial fluid VEGF and serum leptin with ultrasonographic fndings in knee osteoarthritis. Int. J. Rheum. Dis. 2016;19(3):233–240. doi: 10.1111/1756-185X.12486