Preview

Сибирский научный медицинский журнал

Расширенный поиск

Экспериментальные модели сколиоза на животных для понимания этиологии идиопатического сколиоза

https://doi.org/10.18699/SSMJ20220404

Аннотация

Идиопатический сколиоз – распространенное заболевание опорно-двигательного аппарата, поражающее 2–3 % детей и подростков во всем мире. Этиология и патогенез сколиотической деформации позвоночника до сих пор не раскрыты, несмотря на многочисленные многолетние исследования. Моделирование сколиоза на животных может стать основой, позволяющей изучить возможные этиологические факторы и патогенетические механизмы формирования рассматриваемой патологии и перспективы возможного лечения сколиоза в будущем. На сегодняшний день создано и изучено множество разных типов моделей сколиотической болезни. Целью настоящего обзора явился анализ литературных данных моделирования сколиоза на животных для понимания этиологического фактора идиопатического сколиоза у человека. Материал и методы. Обзор выполнен с использованием баз данных электронных информационных ресурсов PubMed (MEDLINE), Scopus, eLibrary.ru. Анализ проведен по следующим поисковым словам: «идиопатический сколиоз», «экспериментальная модель сколиоза», «модель сколиоза на животных», «механические модели сколиоза», «модели резекции пинеальной железы», «генетические модели сколиоза». Результаты. Анализ данных научной литературы подтверждает высокую значимость экспериментальных моделей сколиоза на животных для изучения этиологии идиопатического сколиоза. В обзоре обобщены и проанализированы сведения об основных направлениях моделирования сколиотической деформации: механические, нейроэндокринные и генетические модели. Заключение. Модели сколиоза, представленные в литературе, осуществлены с разной степенью успешности и не смогли прояснить вопроса этиологии патологии позвоночника, однако они являются полезным средством для тестирования вмешательств, направленных на исправление и предотвращение деформации. Разработка оптимальной экспериментальной модели сколиоза на животных в дальнейшем позволит преодолеть имеющиеся ограничения в определении этиологического фактора идиопатического сколиоза и описать процессы развития болезни, характерные для человека.

Об авторах

Е. Л. Строкова
Новосибирский НИИ травматологии и ортопедии им. Я.Л. Цивьяна Минздрава России
Россия

Елена Леонидовна Строкова, к.б.н.

630091, г. Новосибирск, ул. Фрунзе, 17



Н. Ю. Пахомова
Новосибирский НИИ травматологии и ортопедии им. Я.Л. Цивьяна Минздрава России
Россия

Наталья Юрьевна Пахомова, к.м.н.

630091, г. Новосибирск, ул. Фрунзе, 17



А. Ф. Гусев
Новосибирский НИИ травматологии и ортопедии им. Я.Л. Цивьяна Минздрава России
Россия

Аркадий Федорович Гусев, к.м.н.

630091, г. Новосибирск, ул. Фрунзе, 17



А. М. Зайдман
Новосибирский НИИ травматологии и ортопедии им. Я.Л. Цивьяна Минздрава России
Россия

Алла Михайловна Зайдман, д.м.н., проф.

630091, г. Новосибирск, ул. Фрунзе, 17



Список литературы

1. Trobisch P., Suess O., Schwab F. Idiopathic scoliosis. Dtsch. Arztebl. 2010;107:875–883, quiz 84. doi: 10.3238/arztebl.2010.0875

2. Kusumi K., Dunwoodie S.L. The genetics and development of scoliosis. Switzerland: Springer, 2018; 199 p. doi: 10.1007/978-3-319-90149-7

3. Gorman K.F., Julien C., Moreau A. The genetic epidemiology of idiopathic scoliosis. Eur. Spine J. 2012;21(10):1905–1919. doi: 10.1007/s00586-012-2389-6

4. Fadzan M., Bettany-Saltikov J. Etiological theories of adolescent idiopathic scoliosis: Past and present. Open Orthop. J. 2017;11(Suppl-9, M3):1466–1489.

5. Perez-Machado G., Berenguer-Pascual E., Bovea-Marco M., Rubio-Belmar P.A., Garcia-Lopez E., Garzon M.J., Mena-Mollá S., Pallardó F.V., Bas T., Viña J.R., García-Giménez J. L. From genetics to epigenetics to unravel the etiology of adolescent idiopathic scoliosis. Bone. 2020;140:115563. doi: 1016/j.bone.2020.115563

6. Cervera-Irimia J., González-Miranda A., Riquelme-García O., Burgos-Flores J., Barrios-Pitarque C., García-Barreno P., García-Martín A., Hevia-Sierra E., Rollo G., Meccariello L., Caruso L., Bisaccia M. Scoliosis induced by costotransversectomy in minipigs model. Med. Glas. (Zenica). 2019;16(2). doi: 10.17392/1015-19

7. Roy S. Adolescent idiopathic scoliosis: fishy tales of crooked spines. Trends Genet. 2021;37(7):612–615. doi: 10.1016/j.tig.2021.03.004

8. Wise C.A., Sepich D., Ushiki A., Khanshour A.M., Kidane Y.H., Makki N., Gurnett C.A., Gray R.S., Rios J.J., Ahituv N., Solnica-Krezel L. The cartilage matrisome in adolescent idiopathic scoliosis. Bone Res. 2020;8:13. doi:10.1038/s41413-020-0089-0

9. Berghan J., VIsser I.N. Vertebral column malformations in New Zealand delphinids with a review of cases worldwide. Aquat. Mamm. 2000;26(1):17–25.

10. Ambert A.M., Samuelson M.M., Pitchford J.L., Solangi M. Visually detectable vertebral malformations of a bottlenose dolphin (Tursiops truncatus) in the Mississippi sound. Aquat. Mamm. 2017;43(4):6.

11. Andrews B., Davis W., Parham D. Corporate response and facilitation of the rehabilitation of a California gray whale calf. Aquat. Mamm. 2001;27(3):209–211.

12. Boszczyk B.M., Boszczyk A.A., Putz R. Comparative and functional anatomy of the mammalian lumbar spine. Anat. Rec. 2001;264(2):157–168.

13. Blecher R., Krief S., Galili T., Biton I.E., Stern T., Assaraf E., Levanon D., Appel E., Anekstein Y., Agar G., Groner Y., Zelzer E. The proprioceptive system master minds spinal alignment: insight into the mechanism of scoliosis. Dev. Cell. 2017;42(4):388–399.

14. Langenskiold A., Michelsson J.E. Experimental progressive scoliosis in the rabbit. J. Bone Joint. Surg. Br. 1961;43-B:116–120.

15. Langenskiold A., Michelsson J.E. The pathogenesis of experimental progressive scoliosis. Acta Orthop. Scand. Suppl. 1962;59:1–26.

16. Kubota K., Do i T., Murata M., Kobayakawa K., Matsumoto Y., Harimaya K., Shiba K., Hashizume M., Iwamoto Y., Okada S. Disturbance of rib cage development causes progressive thoracic scoliosis: the creation of a nonsurgical structural scoliosis model in mice. J. Bone Joint. Surg. Am. 2013;95(18):e130.

17. Stokes I.A., Laible J.P. Three-dimensional osseo-ligamentous model of the thorax representing initiation of scoliosis by asymmetric growth. J. Biomech. 1990;23(6):589–595.

18. Andriacchi T., Schultz A., Belytschko T., Galante J. A model for studies of mechanical interactions between the human spine and rib cage. J. Biomech. 1974; 7 (6): 497–507.

19. Bobyn J.D., Little D.G., Gray R., Schindeler A. Animal models of scoliosis. J. Orthop. Res. 2015;33(4):458–467. doi: 10.1002/jor.22797

20. Zhang Y.G., Zheng G.Q., Zhang X.S., Wang Y. Scoliosis model created by pedicle screw tethering in immature goats: the feasibility, reliability, and complications. Spine. 2009;34:2305–2310.

21. Braun J.T., Ogilvie J.W., Akyuz E., Brodke D.S., Bachus K.N. Creation of an experimental idiopathictype scoliosis in an immature goat model using a flexible posterior asymmetric tether. Spine. 2006;31:1410–1414.

22. Odent T., Cachon T., Peultier B., Gournay J. Porcine scoliosis model based on animal growth created with non invasive off-set tethering. Computer Methods in Biomechanics and Biomedical Engineering. 2009;12:199–200. doi: 10.1080/10255840903093359

23. Odent T., Cachon T. Porcine model of early onset scoliosis based on animal growth created with mini-invasive posterior offset tethering: a preliminary report. Eur. Spine J. 2011;20(11):1869–1876.

24. Schwab F., Patel A., Lafage V., Farcy J.P. A porcine model for progressive thoracic scoliosis. Spine. 2009;34(11):E397–E404. doi: 10.1097/BRS.0b013e3181a27156

25. Newton P.O., Fricka K.B., Lee S.S., Farnsworth C.L., Cox T.G., Mahar A.T. Asymmetrical flexible tethering of spine growth in an immature bovine model. Spine. 2002;27:689–693.

26. Roth A.K., Bogie R., Jacobs E., Arts J.J., van Rhijn L.W. Large animal models in fusionless scoliosis correction research: a literature review. Spine J. 2013;13:675–688.

27. Deguchi M., Kawakami N., Kanemura T., Mimatsu K., Iwata H. Experimental scoliosis induced by rib resection in chickens. J. Spinal Disord. 1995;8:179–185.

28. Thomas S., Dave P.K. Experimental scoliosis in monkeys. Acta Orthopaedica. 1985;56:43–46.

29. Hawasli A.H., Hullar T.E., Dorward I.G. Idiopathic scoliosis and the vestibular system. Eur. Spine J. 2015;24(2):227–233.

30. Pialasse J.P., Mercier P., Descarreaux M., Simoneau M. Sensorimotor control impairment in young adults with idiopathic scoliosis compared with healthy controls. J. Manip. Physiol. Ther. 2016;39(7):473–479.

31. Lambert F.M., Malinvaud D., Glaunes J., Bergot C., Straka H., Vidal P.P. Vestibular asymmetry as the cause of idiopathic scoliosis: a possible answer from Xenopus. J. Neurosci. 2009;29(40):12477–12483.

32. Man G.C., Wang W.W., Yim A.P., Wong J.H., Ng T.B., Lam T.P., Lee S.K., Ng B.K., Wang C.C., Qiu Y., Cheng J.C. A review of pinealectomy-induced melatonin-deficient animal models for the study of etiopathogenesis of adolescent idiopathic scoliosis. Int. J. Mol. Sci. 2014;15: 6484–16499. doi: 10.3390/ijms150916484

33. Thillard M.J. Deformation de la colonne vertebrale consecutives a l’epiphysectomie chez le poussin. C. R. Hebd. Seances Acad. Sci. 1959; 248(8): 238–1240. Thillard M.J. Vertebral column deformities following epiphysectomy in the chick. Komt randyu de l’assotsiasyon dez anatomist = Reports of the Association of Anatomists. 1959; 248(8): 238–1240. [In French].

34. Machida M., Dubousset J., Imamura Y., Iwaya T., Yamada T., Kimura J., Toriyama S. Pathogenesis of idiopathic scoliosis: SEPs in chicken with experimentally induced scoliosis and in patient with idiopathic scoliosis. J. Pediatr. Ortop. 1994;14:329–335.

35. Machida M., Dubousset J., Imamura Y., Iwaya T., Yamada T., Kimura J. Role of melatonin deficiency in the development of scoliosis in pinealectomized chickens. J. Bone Joint. Surg. Br. 1995;77:134–138.

36. Machida M., Murai I., Miyashita Y., Dubousset J., Yamada T., Kimura J. Pathogenesis of idiopathic scoliosis. Experimental study in rats. Spine. 1999;24:1985–1989.

37. O’Kelly C., Wang X., Raso J., Moreau M., Mahood J., Zhao J., Bagnall K. The production of scoliosis after pinealectomy in young chickens, rats, and hamsters. Spine. 1999;24:35–43.

38. Turgut M., Başaloğlu H.K., Yenisey C., Ozsunar Y. Surgical pinealectomy accelerates intervertebral disc degeneration process in chicken. Eur. Spine J. 2006;15:605–612. doi: 10.1007/s00586-005-0972-9

39. Machida M. Cause of idiopathic scoliosis. Spine. 1999;24:2576–2583.

40. Bagnall K., Raso V.J., Moreau M., Mahood J., Wang X., Zhao J. The effects of melatonin therapy on the development of scoliosis after pinealectomy in the chicken. J. Bone Joint Surg. 1999;81-A:191–199.

41. Wan Q.I., Pang S.F. Segmental, colonal and subcellular distribution of 2-(125 I) Iodo melatonin binding sites in the chicken spinal cord. Neurosci. Lett. 1994;180:253–256.

42. Cheung K.M., Wang T., Poon A.M., Carl A., Tranmer B., Hu Y., Luk. K.D., Leong J.C. The effect of pinealectomy on scoliosis development in young nonhuman primates. Spine. 2005;30(18):2009–2013.

43. Day G.A., McPhee I.B., Tuffley J., Tomlinson F., Chaseling R., Kellie S., Torode I., Sherwood M., Cutbush K., Geddes A.J., Brankoff B. Idiopathic scoliosis and pineal lesions in Australian children. J. Orthop. Surg. (Hong Kong). 2007;15(3):327–333.

44. M., Bettini N., Dema E., Cervellati S. The role of melatonin in the pathogenesis of adolescent idiopathic scoliosis (AIS). Eur. Spine J. 2011;20(Suppl. 1):68–74. doi: 10.1007/s00586-011-1750-5

45. Grivas T.B., Savvidou O.D. Melatonin the ‘‘light of night’’ in human biology and adolescent idiopathic scoliosis. Scoliosis. 2007;2:6.

46. Oyama J., Murai I., Kanazawa K., Machida M. Bipedal ambulation induces experimental scoliosis in C57BL/6J mice with reduced plasma and pineal melatonin levels. J. Pineal Res. 2006;40:219–224.

47. Machida M., Dubousset J., Yamada T., Kimura J., Saito M., Shiraishi T., Yamagishi M. Experimental scoliosis in melatonin-deficient C57BL/6J mice without pinealectomy. J. Pineal Res. 2006;41(1):1–7.

48. Akel I., Demirkiran G., Alanay A., Karahan S., Marcucio R., Acaroglu E. The effect of calmodulin antagonist on scoliosis: bipedal C57BL/6J mice model. Eur. Spine J. 2009;18:499–505. doi: 10.1007/s00586-009-0912-1

49. Lv X., Xu J., Jiang J., Wu P., Tan R., Wang B. Genetic animal models of scoliosis: A systematical review. Bone. 2021;152:116075. doi: 10.1016/j.bone.2021.116075

50. Claussnitzer M., Cho J.H., Collins R., Cox N.J., Dermitzakis E.T., Hurles M.E., Kathiresan S., Kenny E.E., Lindgren C.M., MacArthur D.G., ... McCarthy M.I. A brief history of human disease genetics. Nature. 2020;577:179–189. doi: 10.1038/s41586-019-1879-7

51. Hayes M.N., Gao X., Yu L.X., Paria N., Henkelman R.M., Wise C.A., Ciruna B. ptk7 mutant zebrafish models of congenital and idiopathic scoliosis implicate dysregulated Wnt signalling in disease. Nat. Commun. 2014;5:4777. doi: 10.1038/ncomms5777

52. Karner C.M., Long F., Solnica-Krezel L., Monk K.R., Gray R.S. Gpr126/Adgrg6 deletion in cartilage models idiopathic scoliosis and pectus excavatum in mice. Hum. Mol. Genet. 2015;24:4365–4373. doi:10.1093/hmg/ddv170

53. Buchan J.G., Gray R.S., Gansner J.M., Alvarado D.M., Burgert L., Gitlin J.D., Gurnett C.A., Goldsmith M.I. Kinesin family member 6 (kif6) is necessary for spine development in zebrafish. Dev. Dyn. 2014;243(12):1646–1657.

54. Grimes D.T., Boswell C.W., Morante N.F., Henkelman R.M., Burdine R.D., Ciruna B. Zebrafish models of idiopathic scoliosis link cerebrospinal fluid flow defects to spine curvature. Science. 2016;352(6291):1341–1344.

55. Kim H.K., Aruwajoye O., Sucato D., Richards B.S., Feng G.S., Chen D., King P.D., Kamiya N. Induction of SHP2 deficiency in chondrocytes causes severe scoliosis and kyphosis in mice. Spine. 2013;38(21):E1307–E1312. doi: 10.1097/BRS.0b013e3182a3d370

56. Giampietro P.F., Blank R.D., Raggio C.L., Merchant S., Jacobsen F.S., Faciszewski T., Shukla S.K., Greenlee A.R., Reynolds C., Schowalter D.B. Congenital and idiopathic scoliosis: clinical and genetic aspects. Clin. Med. Res. 2003;1(2):125–136. doi: 10.3121/cmr.1.2.125

57. Gorman K.F., Breden F. Idiopathic-type scoliosis is not exclusive to bipedalism. Med. Hypotheses. 2009;72:348–352.

58. Gorman K.F., Tredwell S.J., Breden F. The mutant guppy syndrome curveback as a model for human heritable spinal curvature. Spine. 2007;32(7):735–741.

59. Guo L., Yamashita H., Kou I., Takimoto A., Meguro-Horike M., Horike S., Sakuma T., Miura S., Adachi T., Yamamoto T., Ikegawa S., Hiraki Y., Shukunami C. Functional investigation of a non-coding variant associated with adolescent idiopathic scoliosis in zebrafish: Elevated expression of the ladybird homeobox gene causes body axis deformation. PLoS Genet. 2016;12(1):e1005802. doi: 10.1371/journal.pgen.1005802

60. Gray R.S., Wilm T.P., Smith J., Bagnat M., Dale R.M., Topczewski J., Johnson S.L., Solnica-Krezel L. Loss of col8a1a function during zebrafish embryogenesis results in congenital vertebral malformations. Dev. Biol. 2014;386(1):72–85. doi: 10.1016/j.ydbio.2013.11.028

61. Boswell C.W., Ciruna B. Understanding idiopathic scoliosis: a new zebrafish School of Thought. Trends Genet. 2017;33(3):183–196.

62. Luderman L.N., Unlu G., Knapik E.W. Zebrafish developmental models of skeletal diseases. Curr. Top. Dev. Biol. 2017;124:81–124.

63. Lahmar S., Kessabi K., Messaoudi I. Aphanius fasciatus: a molecular model of scoliosis? Spine Deformity. 2021;9(4):883–892. doi: 10.1007/s43390-021-00291-w.

64. Kamiya N., Shen J., Noda K., Kitami M., Feng G.S., Chen D., Komatsu Y. SHP2-deficiency in chondrocytes deforms orofacial cartilage and ciliogenesis in mice. J. Bone Miner. Res. 2015;30:2028–2032. doi: 10.1002/jbmr.2541

65. Patra D., DeLassus E., Mueller J., Abou-Ezzi G., Sandell L.J. Site-1 protease regulates skeletal stem cell population and osteogenic differentiation in mice. J. Biol. Open. 2018;7(2):bio032094. doi: 10.1242/bio.032094

66. Liang J., Li J., Fu Y., Ren F., Xu J., Zhou M., Li P., Feng H., Wang Y. GdX/UBL4A null mice exhibit mild kyphosis and scoliosis accompanied by dysregulation of osteoblastogenesis and chondrogenesis. Cell Biochem. Funct. 2018;36:129–136. doi: 10.1002/cbf.3324

67. Liu Z., Ramachandran J., Vokes S.A., Gray R.S. Regulation of terminal hypertrophic chondrocyte differentiation in Prmt5 mutant mice modeling infantile idiopathic scoliosis. J. Dis. Model Mech. 2019;12(12):dmm041251. doi: 10.1242/dmm.041251

68. Tsingas M., Ottone O.K., Haseeb A., Barve R.A., Shapiro I.M., Lefebvre V., Risbud M.V. Sox9 deletion causes severe intervertebral disc degeneration characterized by apoptosis, matrix remodeling, and compartment-specific transcriptomic changes. Matrix Biol. 2020;94:110–133. doi: 10.1016/j.matbio.2020.09.003

69. Kodama K., Takahashi H., Oiji N., Nakano K., Okamura T., Niimi K., Takahashi E., Guo L., Ikegawa S., Furuichi T. CANT1 deficiency in a mouse model of Desbuquo is dysplasia impairs glycosaminoglycan synthesis and chondrocyte differentiation in growth plate cartilage. FEBS Open Bio. 2020;10(6):1096–1103. doi: 10.1002/2211-5463.12859

70. Ouellet J., Odent T. Animal models for scoliosis research: state of the art, current concepts and future perspective applications. Eur. Spine J. 2013;22(Suppl. 2):S81–S95. doi: 10.1007/s00586-012-2396-7

71. Rigdon R.H., Mack J. Spontaneous occurrence of scoliosis in the chicken. Avian Dis. 1968;12:530–543.


Рецензия

Просмотров: 430


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2410-2512 (Print)
ISSN 2410-2520 (Online)