Ранозаживляющие свойства химерной формы GM-CSF человека на модели ожоговой травмы у крыс

Термические ожоги являются одной из распространенных видов травм человека, вызывая в тяжелых случаях обширный иммунный ответ как локально в ране, так и системно. Актуальной задачей остается поиск новых средств местного лечения ожоговых ран. Цель исследования – изучить ранозаживляющие свойства рекомбинантного гранулоцитарно-макрофагального колониестимулирующего фактора (ryGM-CSF), а также его пролонгированной химерной формы с аполипопротеином АI человека (ryGM-CSF-apoAI) на модели ожоговой травмы у крыс. Материал и методы. В работе использовали ryGM-CSF и ryGM-CSF-apoAI, полученные экспрессией в дрожжах P. рastoris. Исследование выполнялось на 27 крысах Wistar, которым моделировали ожоги III степени. Ранозаживляющее действие рекомбинантных цитокинов оценивали морфологически, а также определяли экспрессию генов цитокинов – маркеров течения раневого процесса и ангиогенеза. Результаты и их обсуждение. ryGM-CSF на модели ожога крыс проявлял как свойства цитокина, влияющего на ангиогенез, повышая количество сосудов, так и, являясь чужеродным белком, стимулировал иммунный ответ, увеличивая пролонгированно количество лимфоцитов, и поддерживал воспаление. Химерная форма цитокина ryGM-CSF-apoAI угнетала воспаление, ускоряла смену фаз ранозаживления и, как следствие, снижала количество нейтрофилов к 16-м суткам. Неожиданно она способствовала созреванию сосудов, которые в данном случае имели нормальный просвет, размер и были выстланы эндотелием. Соотношение содержания мРНК генов Angpt1 и Angpt2 было в 1,6 раза больше в случае применения ryGM-CSF-apoAI по сравнению с контролем и назначением ryGM-CSF. Заключение. При ксеногенном введении ryGM-CSF пролонгирует воспаление за счет раннего лимфоцитарного ответа на чужеродный белок и повышенного содержания нейтрофилов на более поздних сроках ранозаживления. Химерная форма ryGM-CSF-apoAI снижает иммуногенность цитокина, способствуя более ранней замене нейтрофилов на макрофаги и фибробласты и стимулирует созревание полноценных кровеносных сосудов.

1. WHO. The global burden of disease 2004. Available at: https://iris.who.int/bitstream/handle/10665/43942/9789241563710_eng.pdf

2. Norbury W., Herndon D.N., Tanksley J., Jeschke M.G., Finnerty C.C. Infection in burns. Surg. Infect. (Larchmt.). 2016;17(2):250–255. doi: 10.1089/sur.2013.134

3. Boldeanu L., Boldeanu M.V., Bogdan M., Meca A.D., Coman C.G., Buca B.R., Tartau C.G., Tartau L.M. Immunological approaches and therapy in burns (review). Exp. Ther. Med. 2020;20(3):2361–2367. doi: 10.3892/etm.2020.8932

4. Singer A.J., Clark R.A. Cutaneous wound healing. N. Engl. J. Med. 1999;341(10):738–746. doi: 10.1056/NEJM199909023411006

5. Demidova-Rice T.N., Hamblin M.R., Herman I.M. Acute and impaired wound healing: pathophysiology and current methods for drug delivery, part 2: role of growth factors in normal and pathological wound healing: therapeutic potential and methods of delivery. Adv. Skin. Wound. Care. 2012;25(8):349–370. doi: 10.1097/01.ASW.0000418541.31366.a3

6. Holoubek J., Lipový B., Knoz M., Kempný T., Chaloupková R., Damborský J., Vojtová L. The future for the application of fibroblast growth factor 2 in modern wound healing. Burns. 2023; 49(2):484–486. doi: 10.1016/j.burns.2022.10.007

7. Guo H.F., Abd Hamid R., Mohd Ali R., Chang S.K., Rahman M.H., Zainal Z., Khaza’ai H. Healing properties of epidermal growth factor and tocotrienol-rich fraction in deep partial-thickness experimental burn wounds. Antioxidants (Basel). 2020;9(2):130. doi: 10.3390/antiox9020130

8. Robson M.C., Phillips T.J., Falanga V., Odenheimer D.J., Parish L.C., Jensen J.L., Steed D.L. Randomized trial of topically applied repifer-min (recombinant human keratinocyte growth factor-2) to accelerate wound healing in venous ulcers. Wound Repair Regen. 2001;9(5):347–352. doi: 10.1046/j.1524-475x.2001.00347.x

9. Rubbia-Brandt L., Sappino A.P., Gabbiani G. Locally applied GM-CSF induces the accumulation of alpha-smooth muscle actin containing myofibroblasts. Virchows Arch. B. Cell Pathol. Incl. Mol. Pathol. 1991;60(2):73–82. doi: 10.1007/BF02899530

10. Khajah M., Millen B., Cara D.C., Waterhouse C., McCafferty D.M. Granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF): a chemoattractive agent for murine leukocytes in vivo. J. Leukoc. Biol. 2011;89(6):945–953. doi: 10.1189/jlb.0809546

11. Kaplan G., Walsh G., Guido L.S., Meyn P., Burkhardt R.A., Abalos R.M. Novel responses of human skin to intradermal recombinant granulocyte/macrophage-colony-stimulating factor: Langerhans cell recruitment, keratinocyte growth, and enhanced wound healing. J. Exp. Med. 1992;175(6):1717–1728. doi: 10.1084/jem.175.6.1717

12. Fang Y., Gong S.J., Xu Y.H., Hambly B.D., Bao S. Impaired cutaneous wound healing in granulocyte–macrophage colony–stimulating factor knock-out mice. Br. J. Dermatol. 2007;157(3):458–465. doi: 10.1111/j.1365–2133.2007.07979.x

13. Karlafti E., Savopoulos C., Hatzitolios A., Didangelos T. Local use of granulocyte-macrophages colony stimulating factor in treatment of chronic diabetic neuropathic ulcer (case review). Georgian Med. News. 2018;(277):21–27.

14. Li J., Liu W., Zhang G., Wang D., Lou H., Duang J. Effectiveness of recombinant human granulocyte macrophage colony-stimulating factor for treating deep second-degree burns: a systematic review and meta-analysis. BMJ. Mil. Health. 2020;166(5):352–357. doi: 10.1136/bmjmilitary-2019-001395

15. Yan D., Liu S., Zhao X., Bian H., Yao X., Xing J., Sun W., Chen X. Recombinant human granulocyte macrophage colony stimulating factor in deep second-degree burn wound healing. Medicine (Baltimore). 2017;96(22):e6881. doi: 10.1097/MD.0000000000006881

16. Chuang Y.M., He L., Pinn M.L., Tsai Y.C., Cheng M.A., Farmer E., Karakousis P.C., Hung C.F. Albumin fusion with granulocyte-macrophage colony-stimulating factor acts as an immunotherapy against chronic tuberculosis. Cell. Mol. Immunol. 2021;18(10):2393–2401. doi: 10.1038/s41423-020-0439-2

17. Pykhtina M., Miroshnichenko S., Romanov V., Grazhdantseva A., Kochneva G., Beklemishev A. Construction of recombinant human GM-CSF and GM-CSF-ApoA-I fusion protein and evaluation of their biological activity. Pharmaceuticals (Basel). 2021;14(5):459. doi: 10.3390/ph14050459

18. Kupper T.S., Ballard D.W., Chua A.O., McGuire J.S., Flood P.M., Horowitz M.C., Langdon R., Lightfoot L., Gubler U. Human keratinocytes contain mRNA indistinguishable from monocyte interleukin 1 alpha and beta mRNA. Keratinocyte epidermal cell-derived thymocyte-activating factor is identical to interleukin 1. J. Exp. Med. 1986;164(6):2095–2100. doi: 10.1084/jem.164.6.2095

19. Salgado R.M., Alcántara L., Mendoza-Rodríguez C.A., Cerbón M., Hidalgo-González C., Mercadillo P., Moreno L.M., Álvarez-Jiménez R., Krötzsch E. Post-burn hypertrophic scars are characterized by high levels of IL-1β mRNA and protein and TNF-α type I receptors. Burns. 2012;38(5):668–676. doi: 10.1016/j.burns.2011.12.012

20. Blears E., Sommerhalder C., Toliver-Kinsky T., Finnerty C.C., Herndon D.N. Current problems in burn immunology. Curr. Probl. Surg. 2020;57(6):100779. doi: 10.1016/j.cpsurg.2020.100779

21. Buck M., Houglum K., Chojkier M. Tumor necrosis factor-alpha inhibits collagen alpha1(I) gene expression and wound healing in a murine model of cachexia. Am. J. Pathol. 1996;149(1):195–204

22. Sun H., Wang X., Hu X., Yu W., You C., Hu H., Han C. Promotion of angiogenesis by sustained release of rhGM-CSF from heparinized collagen/chitosan scaffolds. J. Biomed. Mater. Res. B. Appl. Biomater. 2012;100(3):788–798. doi: 10.1002/jbm.b.32512

23. Zhao J., Chen L., Shu B., Tang J., Zhang L., Xie J., Qi S., Xu Y. Granulocyte/macrophage colony-stimulating factor influences angiogenesis by regulating the coordinated expression of VEGF and the Ang/Tie system. PLoS. One. 2014;9(3):e92691. doi: 10.1371/journal.pone.0092691